Savez
editorial
Desarrollo de modelos matemáticos para el cálculo
del tiempo de tratamiento térmico de
conservas vegetales envasadas
William Rolando Miranda–Zamora
Diana Lastenia Espinoza Valdiviezo
Hans Himbler Minchán Velayarce
Juan de Dios Mendoza Seclén
Jeimis Royler Yalta Meza
Leandro Alonso Vallejos More
David Roberto Ricse Reyes
Savez
editorial
Desarrollo de modelos matemáticos para el cálculo
del tiempo de tratamiento térmico de
conservas vegetales envasadas
Savez
editorial
Desarrollo de modelos matemáticos para el cálculo
del tiempo de tratamiento térmico de
conservas vegetales envasadas
William Rolando Miranda–Zamora
Diana Lastenia Espinoza Valdiviezo
Hans Himbler Minchán Velayarce
Juan de Dios Mendoza Seclén
Jeimis Royler Yalta Meza
Leandro Alonso Vallejos More
David Roberto Ricse Reyes
William Rolando Miranda–Zamora
Diana Lastenia Espinoza Valdiviezo
Hans Himbler Minchán Velayarce
Juan de Dios Mendoza Seclén
Jeimis Royler Yalta Meza
Leandro Alonso Vallejos More
David Roberto Ricse Reyes
Desarrollo de modelos matemáticos para el cálculo
del tiempo de tratamiento térmico de
conservas vegetales envasadas
ISBN:
Savez editorial
Título: Desarrollo de modelos matemáticos para el cálculo
del tiempo de tratamiento térmico de
conservas vegetales envasadas
Primera Edición: Octubre 2021
ISBN:
Obra revisada previamente por la modalidad doble par ciego, en caso
de requerir información sobre el proceso comunicarse al correo
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manera que no compromete el pensamiento ni la responsabilidad del Savez
editorial
978-9942-603-01-2
978-9942-603-01-2
i
Prefacio
El libro “Desarrollo de modelos matemáticos para el cálculo
del tiempo de tratamiento térmico de conservas vegetales
envasadas” muestra modelos matemáticos desarrollados a partir
del nomograma y la carta de los años sesenta, para la evaluación
del tiempo de tratamiento térmico en curva de calentamiento
quebrada, utilizando el método matemático diseñado Ball en los
años veinte.
Estos modelos matemáticos fueron desarrollados buscando
facilitar la evaluación de los tratamientos térmicos en el estudio
de variables de proceso, a la vez de ser una fuente importante de
datos formulando resultados preliminares para los tratamientos
térmicos. Estos modelos matemáticos son una contribución para
el área de procesos de las plantas alimentarias. El método de
cálculo escogido fue el propuesto por el nomograma y la carta
publicadas en los años sesenta y que son de uso actual.
Las ventajas del desarrollo de estos modelos matemáticos
de simulación de procesos de calor son debidas al hecho que el
establecimiento de una prueba real de penetración de calor no
es tan sencillo. Esta requiere de adquisiciones de datos, sensores
de temperatura y trabajo técnico, dependiendo del equipo y el
trabajo de grupo implicado, los resultados pueden ser confiables.
Además de eso, la formulación del producto, geometría del
envase, la temperatura inicial del alimento y otras variables que
pueden producir cambios significativos en el tiempo de
esterilización preestablecido o requerido. Entonces, es muy
común el uso de cálculos teóricos, principalmente durante el
estudio de variables de proceso.
Los modelos matemáticos desarrollados son muy sencillos y
volverá fácil y rápida las soluciones de tiempo de tratamiento
ii
térmico, incluyendo las del proceso industrial, ahorrando tiempo,
material y costos.
William Rolando Miranda–Zamora
Diana Lastenia Espinoza Valdiviezo
Hans Himbler Minchán Velayarce
Juan de Dios Mendoza Seclén
Jeimis Royler Yalta Meza
Leandro Alonso Vallejos More
David Roberto Ricse Reyes
iii
Contenido
Capítulo 1 Procesamiento térmico de conservas vegetales
1.1. Introducción
1.2. Consumo de vegetales en conserva
1.3. Alimentos de baja acidez y el microorganismo de
interés
Bibliografía
Capítulo 2 Esterilidad comercial
2.1. Introducción
2.2. Consideraciones del procesamiento térmico
2.2.1. Curva de tiempo de muerte térmica
2.3. Cinética
2.4. Determinación de la medida de la resistencia de los
microorganismos
Bibliografía
Capítulo 3 Envases para el procesamiento térmico
3.1. Introducción
3.2. Envases de hojalata
3.3. Examen preliminar de las latas
3.3.1. Apertura
3.3.2. Muestreo
3.3.2.1. Alimentos sólidos
3.3.2.2. Alimentos semisólidos
3.4. Envases inoculados
Bibliografía
Capítulo 4 Determinación de modelos matemáticos
4.1. Metodología
4.1.1. Materiales
4.1.2. Métodos
4.2. Resultados y discusión
4.3. Conclusiones
Bibliografía
1
Procesamiento térmico
de conservas vegetales
1.1. Introducción
Botánicamente los diversos vegetales son estacionales,
regionales y altamente perecibles debido a su alto contenido de
humedad (más allá del 0,8 o 80%) (Yong et al., 2009). En la Figura
1.1 se muestran algunos vegetales siendo transportados al área
de procesamiento de conservas.
Figura 1.1. Vegetales transportados dentro de una planta
conservera.
1
Capítulo
1
Capítulo
2
Tradicionalmente las técnicas de conservación tales como la
congelación, esterilización comercial y secado (Figura 1.2) tienen
por objetivo la inhibición química, enzimática y cambios
microbiológicos para minimizar el deterioro y extender la vida
útil de los vegetales frescos.
Figura 1.2. Técnicas de conservación tradicionales.
El origen del procesamiento térmico data del siglo dieciocho,
cuando Nicholas Appert (1752–1841) (Figura 1.3), considerado
como el “Padre de la conserva” aplica el calentamiento a envases
sellados de alimentos (de los cuales el aire fue removido) en
agua hirviendo como medio de conservación (Le et al., 2020;
Featherstone, 2012). Luego Louis Pasteur (Figura 1.4) demostró
la relación entre temperatura e inactivación microbiana
(Tulchinsky, 2018; Walden, 2003). En el siglo veinte, científicos
de los Estados Unidos, entre ellos Charles Olin Ball (Figura 1.5),
establecieron los fundamentos para las operaciones comerciales
y desarrollaron los procesos de retorta para el enlatado
(Robertson, 2019; Gould, 1997).
3
Figura 1.3. Nicholas Appert, dibujado por un desconocido.
En los Estados Unidos, la popularidad de los vegetales en
conserva es la segunda después de los vegetales frescos y forma
una parte integral de la producción y utilización de vegetales
(Abbatemarco y Ramaswamy, 1994). Muchas nuevas formas y
variedades de vegetales en conserva, tal como lo orgánico y bajo
4
en sodio, están siendo adaptadas a las necesidades del mercado
y empezando a surgir para atraer el interés en esta categoría. Sin
embargo, la industria conservera esta desafiada por la
percepción de los productores de materias primas baratas, y
preocupaciones por el medio ambiente por el uso de gran
cantidad de agua y la eliminación de latas, etc. (Park et al., 2019).
Figura 1.4. La imagen más copiada de Louis Pasteur en su
laboratorio, pintado por Albert Edelfeldt (1885) [©Instituto
Pasteur].
5
Figura 1.5. El tecnólogo de alimentos Charles Olin Ball.
1.2. Consumo de vegetales en conserva
El consumo de vegetales que son bajos en calorías, grasa y
azúcar, pero alto en minerales, fibra e importantes vitaminas, se
recomienda para minimizar el riesgo de enfermedades crónicas.
6
Las frutas se consumen en diferentes formas en todo el mundo:
algunas se consumen frescas, mientras que otras se utilizan
como alimento para animales o en la elaboración de productos
procesados como frutas secas y enlatadas y encurtidos
(Mohamed et al., 2011).
Las conservas de vegetales son peladas, cortadas, sometidas a
tratamiento térmico, y listas para utilizar los productos
(Featherstone, 2016; Singh et al., 2015). Si no se abre, los
vegetales en conserva no requieren de almacenamiento en
refrigeración (Tola y Ramaswamy, 2018). El procesado térmico,
por lo tanto, permite vegetales seguros y asequibles (Shen et al.,
2021). En los Estados Unidos el promedio de uso per cápita de
vegetales frescos, en conserva y congelados (sin incluir las papas)
durante los años 2000 a 2008 fue aproximadamente 59%, 33% y
7%, respectivamente (USDA, 2009). La Figura 1.6 muestra la
tendencia en el uso de conservas vegetales en los Estados
Unidos. Tomates en conserva fueron los vegetales más
consumidos (en el 2008, 67,2 lb), seguido por el maíz dulce (6,8
lb), judías verdes (3,3 lb) y las zanahorias (1,6 lb).
Figura 1.6. El uso per cápita de los vegetales frescos y
procesados producidos comercialmente en los Estados Unidos.
Libras, peso en campo
200
180
160
140
120
100
Fresco
Enlatado
Congelado
80
60
40
20
0
1999 2000 2001 2002 2003 2004 2005 2006 2007 2008 2009
Año
Libras, peso en campo
200
180
160
140
120
100
Fresco
Enlatado
Congelado
80
60
40
20
0
1999 2000 2001 2002 2003 2004 2005 2006 2007 2008 2009
Año
7
En el 2019, se produjeron alrededor de 116,8 millones de
toneladas métricas de banano en todo el mundo. Los cultivos de
frutas son una parte importante de la producción agrícola. Según
las cantidades de producción, las frutas frescas más populares en
todo el mundo son las bananas, las manzanas y las uvas
(Shahbandeh, 2021). En 2020, se produjeron aproximadamente
229,24 mil toneladas de pepinillos en Alemania, frente a las
aproximadamente 269,81 mil toneladas del año anterior
(Koptyug, 2021).
1.3. Alimentos de baja acidez y el microorganismo de interés
Los microorganismos crecen muy bien alrededor de pH neutro
de 7,0; pero debajo de 4,0 pocos (a excepción de mohos y
levaduras) pueden desarrollar (Salman, 2020; Shan, 2016;
Miranda-Zamora y Teixeira, 2012). Un clásico ciclo de desarrollo
microbiano se muestra en la Figura 1.7.
El tiempo que toma la población de células microbianas para
duplicarse se denomina tiempo de generación (Welker et al.,
2021). El tiempo de generación de un microorganismo depende
del tipo de microorganismo y de su medio ambiente (Delignette-
Muller, 1998). Típicamente, bajo condiciones favorables las
bacterias tienen un tiempo de generación de 20 a 30 minutos
(McClure et al., 1994). Por lo tanto, cada hora, la población
puede duplicarse dos o tres veces más (Cuadro 1.1).
Si el crecimiento de la fisión binaria no se limita, la población
puede llegar a una cifra escalofriante de más de 2,8 × 10
15
en
sólo 24 horas. Afortunadamente, mientras que el rápido
crecimiento de bacterias y otros microorganismos es una
realidad, siempre hay factores que limitan el crecimiento, por lo
que este tipo de números no se producen (Miranda-Zamora y
Teixeira, 2012; Ross, 2000).
8
Figura 1.7. Velocidad de crecimiento versus el tiempo para
varias fases del crecimiento bacteriano.
Fuente: Adaptado de Miranda-Zamora y Teixeira (2012).
Cuadro 1.1. Incremento teórico en la población bacteriano bajo
condiciones ideales
Tiempo
Número teórico de bacterias
Inicio
1
1,0 x 10
0
30 min
2
2,0 x 10
0
1 h
4
4,0 x 10
0
2 h
16
1,6 x 10
1
5 h
1024
1,0 x 10
3
6 h
4096
4,1 x 10
3
8 h
65 536
6,5 x 10
4
12 h
1 677 216
1,6 x 10
7
24 h
281 474 976 710
656
2,8 x 10
15
Hay una serie de factores que afectan el crecimiento microbiano
y es importante que se entiendan con el fin de ser capaz de
controlar el número de microorganismos (Prescott et al., 1996).
En la siguiente lista, los primeros seis son llamados factores
intrínsecos y son formas naturales de protección de los
alimentos de los microorganismos, y los tres últimos son
log (número de bacterias)
Fase
estacionaria
Fase
log
Fase
lag
Fase de
muerte
Tiempo (horas)
log (número de bacterias)
Fase
estacionaria
Fase
log
Fase
lag
Fase de
muerte
Tiempo (horas)
9
llamados factores extrínsecos y propiedades del entorno de
almacenamiento de los alimentos (Giannakourou et al., 2021):
(1) pH,
(2) humedad,
(3) nutrientes,
(4) potencial de reducción,
(5) resistencia antimicrobiana,
(6) estructuras biológicas,
(7) humedad relativa,
(8) contenido de oxígeno/gases en el medio ambiente,
(9) temperatura
El pH es la medida de la acidez de la solución y se refiere a la
concentración de iones hidrógeno de una solución
(Samaranayake y Sastry, 2013; Aslan y Ranganna, 1993; Heil y
McCarthy, 1989). Este se define como el logaritmo negativo de la
concentración de iones H
+
, es dado por la ecuación [1.1]:
[1.1]
donde [H
+
] es la concentración de iones H
+
en moles por litro.
Los valores numéricos que se encuentran en el Cuadro 1.2 para
[H
3
O
+
] (concentración de iones hidronios) y [OH
–
] (concentración
de iones hidroxilos) son voluminosos (Westcott, 1978) y los usó
el químico danés, Søren Peter Lauritz Sørensen (Figura 1.8), para
desarrollar el sistema de pH en el año 1909 (Sgambato et al.,
2011; Cohn, 1939).
A cualquier temperatura, el producto de las concentraciones
molares (moles/litro) de H
3
O
+
y OH
–
es una constante referida
como K
w
(Norby, 2000), así:
[1.2]
][H logpH
+
-=
w3
K][OH ]O[H =
-+
10
Cuadro 1.2. Concentración de [H
3
O
+
] y [OH
–
] en algunos
alimentos líquidos a 25ºC
Alimento
[H
3
O
+
]
[OH
–
]
K
w
1
Coca cola
2,24 × 10
−3
4,66 × 10
−12
1 × 10
−14
Jugo de uva
5,62 × 10
−4
1,78 × 10
−11
1 × 10
−14
SevenUp
3,55 × 10
−4
2,82 × 10
−11
1 × 10
−14
Cerveza Schlitz
7,95 × 10−5
1,26 × 10−10
1 × 10
−14
Agua pura
1,00 × 10−7
1,00 × 10−7
1 × 10
−14
Agua de caño
4,78 × 10−9
2,09 × 10−6
1 × 10
−14
Leche de
magnesia
7,94 × 10−11
1,26 × 10−4
1 × 10
−14
1
K
w
= constante de producto iónico para el agua de [H
3
O
+
] y [OH
–
].
Fuente: Adaptado de Sgambato et al. (2011).
Figura 1.8. Científico químico danés Søren Peter Lauritz
Sørensen quien desarrolló la escala de pH.
Fuente: Adaptado de Sgambato et al. (2011).
11
La constante de producto iónico para el agua varía con la
temperatura. Por ejemplo, a 25ºC, K
w
= 1,04 x 10
–14
pero a
100ºC, K
w
= 58,2 x 10
–14
(Foster y Roelofse, 1987). El concepto
anterior de K
w
lleva a la pregunta ¿cuál es la concentración de
[H
3
O
+
] y [OH
–
] que se encuentran en el agua pura?.
Experimentalmente se ha mostrado que la concentración de
[H
3
O
+
] es de aproximadamente 1,0 x 10
–7
M, como es el de la
[OH
–
] a 25ºC (Ver Cuadro 1.3). Dado que las concentraciones de
estos iones son iguales, al agua pura se le conoce como neutra
(Sadler y Murphy, 2010).
Cuadro 1.3. Relación de [H
+
] versus pH y [OH
–
] versus pOH a
25ºC
[H
+
]
pH
[OH
–
]
pOH
10
0
0
10
−14
14
10
−1
1
10
−13
13
10
−2
2
10
−12
12
10
−3
3
10
−11
11
10
−4
4
10
−10
10
10
−5
5
10
−9
9
10
−6
6
10
−8
8
10
−7
7
10
−7
7
10
−8
8
10
−6
6
10
−9
9
10
−5
5
10
−10
10
10
−4
4
10
−11
11
10
−3
3
10
−12
12
10
−2
2
10
−13
13
10
−1
1
10
−14
14
10
0
0
Fuente: Adaptado de Sadler y Murphy (2010).
La medición del pH incluye métodos potenciómetros y
colorimétricos (Figura 1.9). El pH–ímetro es un buen ejemplo de
potenciómetro (un dispositivo que mide a un flujo de corriente
12
infinitesimal) (Lestido-Cardama et al., 2021; Shen et al., 2021). El
principio básico de la potenciometría (un método electroquímico
de voltametría a corriente cero) implica el uso de una celda
electrolítica compuesta por dos electrodos sumergidos en una
muestra en solución (Ivanova et al., 2020; Santini et al., 2009). La
caída de voltaje, está relacionada con la concentración iónica de
la solución. Dada la presencia de la corriente que podría alterar
la concentración de iones circundantes o producir reacciones
irreversibles, este voltaje se mide en condiciones tales que la
corriente infinitesimal es de 10
–12
amperes o menos.
(a)
(b)
Figura 1.9. (a) Potenciométrico, el pH–ímetro da la medida del
pH de la solución directamente y (b) Colorimétrico, una tira de
papel impregnada con un indicador universal es conveniente
para estimar el pH de la solución.
Cuatro partes principales del sistema de pH son necesarias: (1)
electrodo de referencia, (2) electrodo indicador (sensible al pH),
(3) voltímetro o un amplificador que es capaz de medir pequeñas
diferencias de voltaje en un circuito de muy alta resistencia, y (4)
la muestra analizada (Figura 1.10).
13
Figura 1.10. El circuito de medida del sistema potenciométrico.
E
a
: es el potencial de contacto entre Ag: electrodo AgCl y el
líquido interno. E
a
es independiente del pH de la solución de
prueba, pero depende de la temperatura. E
b
: es el potencial de
desarrollo en la membrana de vidrio sensible al pH. E
b
varía con
el pH de la solución de prueba y también con la temperatura.
Además de este potencial del electrodo de vidrio también se
desarrolla un potencial de asimetría, que depende de la
composición y la forma de la membrana de vidrio. También
cambia con la antigüedad del electrodo. E
c
: es el potencial de
difusión entre una solución saturada de KCl y la muestra de
prueba. E
c
es esencialmente independiente de la solución de
prueba. E
d
: es el contacto potencial entre la porción de
electrodo de calomelanos y puente salino de KCl. E
d
es
independiente de la solución de prueba, pero depende de la
temperatura.
Fuente: Adaptado de Sadler y Murphy (2010).
Voltímetro
Electrodo de
referencia de
calomelanos
Electrodo
indicador
de vidrio
Referencia
Ag:AgCl
Solución
buffer
Muestra bajo prueba
Celda de
referencia
Hg:HgCl
(Calomelanos)
Solución
saturada
de KCl
Voltímetro
Electrodo de
referencia de
calomelanos
Electrodo
indicador
de vidrio
Referencia
Ag:AgCl
Solución
buffer
Muestra bajo prueba
Celda de
referencia
Hg:HgCl
(Calomelanos)
Solución
saturada
de KCl
14
En la Figura 1.10 se observa que hay dos electrodos involucrados
en la medición. Cada uno de estos electrodos se ha diseñado
cuidadosamente para producir un potencial constante,
reproducible. Por lo tanto, en ausencia de otros iones, la
diferencia de potencial entre los dos electrodos se fija y se
calcula fácilmente. Sin embargo, los iones H
3
O
+
en solución
contribuyen con un nuevo potencial a través de una membrana
de vidrio selectivo de iones integrado en el electrodo indicador.
Esto altera la diferencia de potencial entre los dos electrodos de
una manera que es proporcional a la concentración de H
3
O
+
. El
potencial resultante de la combinación de todas las
potencialidades individuales se llama potencial del electrodo y es
fácilmente convertible en las lecturas de pH.
La concentración de iones hidrógeno (o más exactamente, la
actividad) se determina por el voltaje que se desarrolla entre los
dos electrodos. La ecuación de Walther Hermann Nernst Görbitz
(Mendelssohn, 1964), más conocida como la ecuación de Nernst
relaciona la respuesta del electrodo con la actividad en la que
(Chang et al., 2004; Walczak et al., 1997):
[1.3]
donde E, es el potencial del electrodo de medida; E
0
, es el
potencial del electrodo estándar, una constante representa la
suma de los potenciales individuales en el sistema a una
temperatura estándar, concentración de iones y composición del
electrodo; R, es la constante universal de los gases, 8,313
Joules/Kelvin/mol; F, constante de Faraday, 96 490
Coulombs/mol; T, temperatura absoluta (Kelvin); N, número de
carga del ión y A, actividad del ión a ser medido.
Para iones monovalentes (tal como el ión hidronio) a 25ºC, la
relación de ln10 x RT/F es calculado como 0,0591, como sigue:
A log
NF
RT
10lnEE
0
´+=
15
[1.4]
Por lo tanto, el voltaje producido por el sistema de electrodos es
una función lineal del pH, el potencial del electrodo es de 59 mV
esencialmente (0,059 V) para cada cambio de una unidad de pH.
En la neutralidad (pH 7), el potencial del electrodo es 0 mV. En
pH 6, el potencial del electrodo es 60 mV, mientras que a pH 4, el
potencial del electrodo es 180 mV. Por el contrario, a un pH de 8,
el potencial del electrodo es de –60 mV.
Hay que destacar que la relación anterior entre los milivoltios y
el pH no existe más que a 25ºC, y los cambios de temperatura
alteran erróneamente la lectura del pH. Por ejemplo, a 0ºC, el
potencial del electrodo es 54mV, mientras que a 100ºC es 70mV.
Los pH–ímetros modernos tienen un pH atenuador sensible
(compensador de temperatura) construido en ellos con el fin de
dar cuenta de este efecto de la temperatura (Karastogianni et al.,
2016).
Hoy en día, la mayoría de los laboratorios de análisis de
alimentos utilizan electrodos combinados (Figura 1.11) que
combinan tanto el electrodo de pH y el de referencia, junto con
la sonda de detección de temperatura en una sola unidad o
sonda (Webster, 2003). Estos electrodos de combinación están
disponibles en varios tamaños y formas de muy pequeñas
microsondas para sondas de superficie plana, todo de vidrio o de
plástico, y desde la punta del electrodo expuesto a puntas de los
electrodos con camisa para evitar que se rompa la punta de
vidrio (Vivaldi et al., 2020). Microsondas pueden ser utilizadas
para medir el pH de los sistemas muy pequeños como el interior
de una célula o en una solución sobre un portaobjetos de
microscopio (Silva et al., 2019). Las sondas de electrodos de
superficie plana se pueden utilizar para medir el pH de sustancias
0,059
lomV
J
96490
K298
lomK
J
8,313
ln10
F
RT
ln10 =
/
×
/
/´
/
×/
/
´=´
16
semisólidas y de alta viscosidad, tales como platos de carne,
queso, el agar y cantidades pequeñas tan bajas como 10
microlitros.
Es muy importante que el pH–ímetro sea operado y mantenido
apropiadamente. Por lo tanto, se debe seguir las
recomendaciones específicas dadas por el fabricante. Para una
mayor precisión, el medidor debe ser estandarizado con dos
soluciones tampón (calibración de dos puntos). Seleccione dos
buffers de valores de pH de 3 unidades de pH de diferencia,
antes de medir el pH de la muestra prevista. Los tres buffers de
estandarización más usados ampliamente en los laboratorios son
un buffer de pH 4,0, un buffer de pH 7,0, y un buffer de pH 9,0 (a
25ºC) (Webster, 2003).
Figura 1.11. Electrodo combinado en el pH–ímetro.
Fuente: Adaptado de Webster (2003).
Cubierta del
agujero de llenado
Elemento del
electrodo de
vidrio (pH)
Electrodo electrolítico
de vidrio (pH)
Bulbo de vidrio
sensitivo al pH
Agujero de llenado
electrolítico de
referencia
Elemento del
electrodo de
referencia
Referencia
electrolítica
Unión de
referencia
Cubierta del
agujero de llenado
Elemento del
electrodo de
vidrio (pH)
Electrodo electrolítico
de vidrio (pH)
Bulbo de vidrio
sensitivo al pH
Agujero de llenado
electrolítico de
referencia
Elemento del
electrodo de
referencia
Referencia
electrolítica
Unión de
referencia
17
Estas son las típicas soluciones de color rosa, amarillo y azul,
encontradas junto a los pH–ímetros en muchos laboratorios. De
este modo, el pH–ímetro siempre está listo para ser utilizado y la
vida de los electrodos se prolonga. Una recomendación (Palop,
1999) que se debe seguir se refiere al electrodo de referencia de
calomelanos. El nivel de la solución de almacenamiento siempre
debe estar por lo menos 2 cm por debajo del nivel de una
solución saturada de KCl en el electrodo para evitar la difusión de
la solución de almacenamiento en el electrodo (Figura 1.12).
Figura 1.12. Profundidad correcta e incorrecta de electrodos de
calomelanos en soluciones.
Fuente: Adaptado de Sadler y Murphy (2010).
El método colorimétrico puede ser usado en vez del
potenciométrico (Marschke y Kitchen, 1985). El método
colorimétrico para pH implica el uso de tintes indicadores en
soluciones que poco a poco cambian de color en rangos de pH
limitados (Figura 1.13). Un indicador que tiene el mayor cambio
de color en aproximadamente el pH de la muestra que se prueba
es seleccionado (Amelin, 2002). El pH es determinado por el
color del indicador cuando se expone a la muestra bajo prueba
(Das et al., 2021).
Una cinta de papel tratada con tinte indicador (papel indicador)
se sumerge en la muestra en solución, y dependiendo del pH de
la solución, la cinta cambiará de color y un pH aproximado se
puede determinar por comparación con una carta de colores
estándar (Mohamed Mahroop Raja et al., 2012). Este método no
Correcto IncorrectoCorrecto Incorrecto
18
tiene la precisión del método potenciométrico, pero proporciona
una prueba rápida (Knežević y Serdar, 2009).
Figura 1.13. Soluciones que contienen un indicador universal,
que muestra una amplia gama de colores como variación del
pH. Los valores de pH están dados por los números de color
negro. Estas soluciones van desde muy ácido (arriba) a muy
básica (abajo).
El rango de la escala del pH va desde 0 hasta 14 (Gotor et al.,
2017). Menor que 7 es ácido (Yin et al., 2011) y mayor que 7 es
alcalino (Rodman, 2002). La mayoría de los vegetales tienen pH >
4,6 y son considerados alimentos de baja acidez (Cuadro 1.4).
Como resultado, los vegetales son buenos candidatos para el
crecimiento de microorganismos patógenos y de deterioro. Las
conservas de vegetales, por lo tanto, requieren consideraciones
especiales de procesamiento térmico. El principal
microorganismo de interés en conservas vegetales es el
Clostridium botulinum (C. botulinum), un anaerobio, Gram–
positivo, microorganismo formador de espora que produce una
neurotoxina mortal (el botulismo es la enfermedad paralizante
letal) y puede crecer en medios de baja salinidad y de baja acidez
(Aureli, 2017; Aureli et al., 2008). Este microorganismo es
1 2 3 4
5 6 7 8
9 10 11 12
1 2 3 4
5 6 7 8
9 10 11 12
19
inhibido por calentamiento encima de 121ºC. La toxina
producida por C. botulinum es destruida a 85ºC por durante 5
minutos de calentamiento, pero las esporas de C. botulinum son
estables al calor y pueden ser inactivadas solamente por
calentamiento a 121ºC bajo presión de 15–20 lb/pulg
2
por lo
menos por 20 minutos (Noomtim y Cheirsilp, 2011). Bajas
temperaturas de almacenamiento (4ºC) y condiciones de alta
acidez (pH < 4,5) inhibe el crecimiento de C. botulinum (Sobel et
al., 2004) o pH < 4,6 (Smelt et al., 1982). Desafortunadamente,
no podemos acidificar los vegetales antes de procesarlos
térmicamente (Derossi et al., 2011), ya que tiene un efecto
negativo sobre el color de los vegetales verdes.
Cuadro 1.4. Valores de pH de vegetales seleccionados
Vegetal
pH
Alcachofas
5,6
Alcachofas en conserva
5,7–6,0
Espárragos
4,0–6,0
Espárragos en conserva
5,2–5,3
Alverjas verdes
5,7–6,2
Frijol
5,4–6,0
Betarraga
4,0–5,6
Brócoli
5,2–6,0
Coles de Bruselas
6,0–6,3
Repollo
5,2–6,0
Zanahoria
4,9–5,2
Coliflor
5,6
Apio
5,7–6,0
Maíz
6,0–7,5
Cebolla
5,3–5,8
Guisantes
5,8–7,0
Pimiento
5,15
Calabaza
4,8–5,2
Chucrut
3,4–3,6
Fuente: CFSAN (2009).
20
Cuadro 1.4. Valores de pH de vegetales seleccionados
[continuación]
Vegetal
pH
Espinaca
5,5–6,8
Tomates (enteros)
4,2–4,9
Tomates en conserva
3,5–4,7
En la Figura 1.14 se muestra algunos ejemplos del rango de
crecimiento de algunos microorganismos.
Figura 1.14. Rango de pH del crecimiento de algunos
microorganismos.
Los microorganismos no pueden crecer en un medio libre de
agua, debido a que la actividad enzimática está ausente, y la
mayoría de reacciones químicas se hacen más lentas.
0 1 2 3 4 5 6
Mohos
Levaduras
7 8 9 10 11 12 13 14
Bacteria ácido láctica
Salmonella
C. botulinum
B. cereus
E. coli
Campylobacter
0 1 2 3 4 5 6
Mohos
Levaduras
7 8 9 10 11 12 13 14
Bacteria ácido láctica
Salmonella
C. botulinum
B. cereus
E. coli
Campylobacter
21
Los vegetales frescos, como las frutas, naturalmente tienen un
alto contenido de humedad el cual en promedio es cercano al
80% (Shi et al., 2008) (Figura 1.15). Este efecto es aprovechado
en el secado, el cual es uno de los métodos de conservación más
antiguos (Chen et al., 2020; Vijayan et al., 2017). El secado
reduce la disponibilidad de humedad con lo que limita el número
y tipo de microorganismos que pueden crecer y reduce la
velocidad a la que puedan hacerlo (Wankhade et al., 2013). Una
medida de este parámetro se denomina actividad de agua y se
define por la relación de la presión de vapor de agua en el
sustrato alimento a la presión de vapor de agua pura a la misma
temperatura y se denota por el término a
w
, dado en la ecuación
(Pittia y Antonello, 2016) [1.5]:
[1.5]
donde P, es la presión de vapor de la solución (alimento), Pascal
y P
0
, es la presión de vapor del agua pura, Pascal.
La actividad de agua es una medida del agua que está a
disposición de los microorganismos (Syamaladevi et al., 2016). El
agua pura tiene una actividad de agua de 1,0 (Prior, 1979);
mientras que la mayoría de los alimentos frescos tienen una
actividad de agua de aproximadamente entre 0,98 a 0,99. El
crecimiento de la mayoría de los microorganismos se limita al
rango de a
w
superior a 0,90; pero algunos microorganismos que
son de gran importancia en la conservación de los alimentos y el
deterioro de los alimentos pueden crecer a niveles más bajos.
Estos se llaman halófilos, xerófilos y osmófilos (Pitt y Hocking,
1997). Los halófilos son incapaces de crecer en ambientes sin sal
(NaCl) y a menudo requieren grandes cantidades de sal para
crecer (Yin et al., 2015). Los xerófilos son microorganismos que
pueden crecer en condiciones relativamente secas (baja a
w
)
(Laroche et al., 2005; Sperber, 1983).
0
w
P
P
a =
22
Figura 1.15. Alimentos y su contenido relativo de agua (alta o
baja).
Los osmófilos pueden crecer en ambientes donde la presión
osmótica es alta, por ejemplo, en una solución de elevada
cantidad de azúcar (por ejemplo, mermeladas y la fruta
confitada) (Vinnere Pettersson y Leong, 2011). Muchas
reacciones de deterioro aumentan de forma exponencial la
velocidad al aumentar la a
w
, como se observa en la Figura 1.16.
En general, las bacterias necesitan un ambiente con una elevada
a
w
que las levaduras y mohos. La mayoría de bacterias de
deterioro no pueden crecer a a
w
< 0,90. El valor de a
w
mínima
para un crecimiento de las bacterias halófilas es de 0,75. El C.
botulinum tiene un nivel de crecimiento mínimo de a
w
de 0,94,
Agua
Grasas para untar
Leche
Productos
lácteos
Mantequilla
Nata
Lípidos
Aperitivos
fritos
Papas fritas
Emulsiones
Agua
Productos
secos
Pasteles
Productos
de confitería
Suero
Semillas oleaginosas
Productos extruidos
Legumbres
Polisacáridos
y azúcares
Proteínas
Pasta
Masa
Pan y
galletas
Mezcla
de
geles
Agua
Frutas y vegetales
Carne y pescado
Geles
y mermeladas
Queso
Cereales
Agua
Grasas para untar
Leche
Productos
lácteos
Mantequilla
Nata
Lípidos
Aperitivos
fritos
Papas fritas
Emulsiones
Agua
Productos
secos
Pasteles
Productos
de confitería
Suero
Semillas oleaginosas
Productos extruidos
Legumbres
Polisacáridos
y azúcares
Proteínas
Pasta
Masa
Pan y
galletas
Mezcla
de
geles
Agua
Frutas y vegetales
Carne y pescado
Geles
y mermeladas
Queso
Cereales
23
mientras que los tolerantes a la sal como el microorganismo
Staphylococcus aureus organismo puede crecer a valores de a
w
tan bajos como 0,84.
Los hongos (las levaduras y los mohos) son más resistentes a
condiciones de baja humedad que las bacterias. La mayoría de
los mohos de deterioro no pueden crecer a a
w
< 0,80, aunque el
mínimo de a
w
para el crecimiento de hongos xerófilos es de 0,61.
La mayoría de levaduras de deterioro pueden crecer a un mínimo
de a
w
de 0,88; aunque las levaduras osmofílicas pueden crecer a
a
w
tan bajos como 0,61 (Guevara et al., 2017; ŌNishi, 1963).
Figura 1.16. Velocidad de reacciones químicas y bioquímicas
como función de la actividad de agua.
Fuente: Adaptado de Pittia y Antonello (2016).
Velocidad relativa de reacción
Humedad
0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,8 0,9 1,0
Actividad de agua
Oxidaci
ó
n lip
í
dica
Isoterma de
sorci
ó
n
de humedad
Pardeamiento
no enzim
á
tico
Actividad enzim
á
tico
Crecimiento de mohos
Crecimiento de levaduras
Crecimiento de bacterias
Velocidad relativa de reacción
Humedad
0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,8 0,9 1,0
Actividad de agua
Oxidaci
ó
n lip
í
dica
Isoterma de
sorci
ó
n
de humedad
Pardeamiento
no enzim
á
tico
Actividad enzim
á
tico
Crecimiento de mohos
Crecimiento de levaduras
Crecimiento de bacterias
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33
Esterilidad comercial
2.1. Introducción
El término esterilidad significa destrucción total de todos los
microorganismos dentro de un medio (Sandle, 2013). Sin
embargo, “esterilidad comercial” es a menudo usada en el
contexto de productos procesados asépticamente o en conserva
para indicar el microorganismo relacionado al deterioro del
alimento y la salud pública que han sido destruidos (Diep et al.,
2019; Membré y van Zuijlen, 2011). De acuerdo al código de
regulación federal de la Administración de Alimentos y Drogas de
los Estados Unidos (FDA) (21 CFR 113) (Dunkley y Stevenson,
1987), la “esterilidad comercial” de los alimentos procesados
térmicamente en envases sellados herméticamente significa
alcanzar las siguientes condiciones (Stier, 2019):
(1) por la aplicación de calor, que hace que el alimento este
libre de:
(i) microorganismos capaces de reproducirse en el
alimento bajo condiciones normales no
refrigeradas de almacenamiento y distribución; y
(ii) microorganismos viables (incluyendo esporas) de
significancia para la salud pública o
(2) por el control de actividad de agua y aplicación de calor, la
cual hace que el alimento este libre de microorganismos
capaces de reproducirse en el alimento bajo condiciones
2
Capítulo
2
Capítulo
34
normales no refrigeradas de almacenamiento y
distribución.
Las regulaciones de la FDA además enfatizan que en el caso de
alimentos de baja acidez tales como vegetales los cuales
tienen valores de pH por encima de 4,6; una “validación de
temperatura–tiempo” del calentamiento establecido por
personas calificadas que tienen “conocimiento experto de los
requerimientos del procesamiento térmico” a seguir (Tola y
Ramaswamy, 2018). Las esporas del anaerobio putrefactivo
3679 (PA3679) las cuales no son tóxicas (Bradbury et al.,
2012), pero más resistentes que las esporas de C. botulinum
son utilizadas como el microorganismo de prueba para
evaluar la “esterilidad comercial” (Pujol et al., 2015; Pflug y
Esselen, 1979).
2.2. Consideraciones del procesamiento térmico
El tratamiento térmico es el más común de los procesos en la
industria alimentaria que logra alimentos seguros
microbiológicamente (Koszucka y Nowak, 2018). La temperatura
apropiada de calentamiento y tiempo de retención para el
procesado de alimentos en latas herméticamente selladas tiene
como objetivo destruir microorganismos que causen deterioro y
enfermedades alimentarias (Holdsworth, 1985). El proceso de
esterilización mínimo seguro fue introducido en 1920 (Bigelow et
al., 1920). Desde entonces la industria alimentaria ha producido
confidencialmente alimentos seguros en conserva para nuestro
uso.
El proceso de esterilización toma en cuenta las características
microbiológicas del producto y los requisitos de almacenamiento
después del proceso. Un microorganismo resistente al calor, es
seleccionado y su cinética de inactivación es determinada en el
producto a procesar (Kubo et al., 2021). Mientras que las altas
35
temperaturas pueden matar a los microorganismos, en la
mayoría de los casos, también tiene un efecto adverso sobre la
calidad total del producto. La mayoría de los nutrientes y
compuestos nutracéuticos se verían afectados por las
temperaturas de procesamiento (Li et al., 2017; Ramos et al.,
2015). Los consumidores están preocupados por la calidad y el
valor nutritivo de los productos y esto ha sido una fuerza
impulsora para la optimización de las condiciones del
procesamiento, tales como la temperatura de calentamiento y el
tiempo, para equilibrar la seguridad y los aspectos de calidad de
las conservas (Bassey et al., 2021; Tola y Ramaswamy, 2018).
2.2.1. Curva de tiempo de muerte térmica
El tiempo de muerte térmica (TDT) corresponde a la inactivación
de microorganismos a un calentamiento fijo; los
microorganismos inactivados no deben mostrar crecimiento en
un medio de subcultivo (Lau y Subbiah, 2020; Lathrop y Leung,
1980). Esto es necesario para entender el tiempo de reducción
decimal, generalmente reconocido como valor D, de la
destrucción microbiana antes de la determinación del tiempo de
destrucción térmica (Holdsworth y Simpson, 2007). El valor D es
el tiempo requerido para reducir la población microbiana de los
microorganismos en un 90% (Jin et al., 2008). Tal como se
muestra en la Figura 2.1.
El número de microorganismos se reduce de 10
5
a 10
4
UFC
(unidad formadora de colonia)/cm
3
y, por lo tanto, esto
representa 1D o una reducción decimal de la población
microbiana. Del mismo modo, un valor 3D representa una
reducción microbiana de 10
5
a 10
2
UFC/cm
3
.
El tiempo requerido para la destrucción microbiana a una
temperatura letal puede ser dado por (Sablani et al., 1995):
36
[2.1]
siendo D el tiempo de reducción decimal, N
0
es la población
microbiana inicial y N
t
es la población microbiana en el tiempo t.
Figura 2.1. El valor D mostrado sobre una curva de
sobrevivencia para una temperatura letal constante.
El tiempo total para requerido para una reducción microbiana
establecida (células vegetativas y esporas) es expresada como el
tiempo de muerte térmica. El tiempo de muerte térmica se
puede expresar como múltiplos del valor D. El procesamiento de
alimentos de baja acidez debe tener un margen de seguridad y
esto se logra al tener un tiempo de muerte térmica de 12D,
también conocido como proceso “12D”, donde el valor D
representa al C. botulinum (Toledo, 2007). Una curva de tiempo
de muerte térmica típica es mostrada en la Figura 2.2.
El tiempo de muerte térmica puede ser expresado por (Van Loey
et al., 1995):
[2.2]
( )
t0
/NNlog Dt ´=
Sobrevivientes (UFC/cm
3
)
7
10
6
10
5
10
4
D
10
3
10
2
10
1
10
0 20 40 60 80 100 120
Tiempo (seg)
Sobrevivientes (UFC/cm
3
)
7
10
6
10
5
10
4
D
10
3
10
2
10
1
10
0 20 40 60 80 100 120
Tiempo (seg)
( )
12
T
T
TT
z
1
D
D
log
1
2
--=
÷
÷
ø
ö
ç
ç
è
æ
37
donde T es la temperatura y z es el rango de temperatura
requerido para cambiar diez veces el valor D.
Figura 2.2. Típica curva de tiempo de muerte térmica (TDT).
La pendiente de la curva de TDT es –1/z donde z relaciona el
efecto de la temperatura sobre el tiempo de destrucción. Un
valor z de 10ºC, como se muestra en la Figura 2.2, describe que
para un incremento de 10ºC, la reducción en tiempo, es de diez
veces. Por lo tanto, temperaturas altamente sensibles a los
microorganismos deben tener bajos valores z. El tiempo de
muerte térmica es dado por el valor F, el cual es específico para
un organismo y temperatura en particular (Naveh et al., 1983). El
valor F es usualmente representado con el valor z como
superíndice y la temperatura como subíndice (Perez-Martin et
al., 1988). Por ejemplo, si un microorganismo tiene un valor z de
10ºC y una temperatura de referencia de 121ºC, el valor F puede
ser representado como F
10
121
. El valor D para la espora más
resistente de C. botulinum está alrededor de 0,21 minutos a la
temperatura de referencia de 121ºC. Un proceso 12D para este
microorganismo debería ser 12 x 0,21 minutos o 2,52 minutos a
121ºC. Por ejemplo, si un envase contiene una espora de C.
Tiempo (min)
3
10
2
10
z = 10
o
C
10
0
10
110 115 120 125 130 135 140
Temperatura (
o
C)
Tiempo (min)
3
10
2
10
z = 10
o
C
10
0
10
110 115 120 125 130 135 140
Temperatura (
o
C)
38
botulinum, utilizando un valor D de 0,21 minutos y tiempo de
2,52 minutos, podemos calcular el número de sobrevivientes
usando la ecuación [2.1], la cual es:
[2.3]
o N
t
= 10
–12
, esto significa que existe la probabilidad de
sobrevivencia de un C. botulinum en 10
12
; esto también se refiere
como “Cocción botulínica”.
Para productos de baja acidez se deben aplicar n = 12
reducciones decimales. Para productos mínimamente
procesados (ácidos o conservados a bajas temperaturas), se
necesitan n = 6 reducciones decimales. En el Cuadro 2.1 se
muestran los valores n, D y z de para diferentes microorganismos
y tipos de los alimentos (Ağçam et al., 2018; Holdsworth y
Simpson, 2015; Anderson et al., 1996; Silva et al., 2004).
( )
t
1/Nlog 21,052,2 ´=
39
Cuadro 2.1. Parámetros de termorresistencia microbiana en diferentes productos
Microorganismo
T
ref
(ºC)
D (min) a la T
ref
n
Tipo de producto
Clostridium botulinum
121,1
0,1–0,3
12
Poco ácidos (pH > 4,5)
Clostridium sporogenes
121,1
0,8–1,5
5
Carnes
Bacillus stearothermophillus
121,1
4–5
5
Leche y hortalizas
Clostridium thermosaccharolyticum
121,1
3–4
5
Hortalizas
Bacillus subtilis
121,1
0,4
6
Productos lácteos
Bacillus coagulans
121,1
0,01– 0,07
5
pH (4,2–4,5) por ej.
tomates
Clostridium pasteurianum
100
0,1–0,5
5
pH (4,2–4,5) por ej. Peras
Fuente: Adaptado de Lespinard (2010).
40
En los Cuadros 2.2 y 2.3 se presentan los parámetros D y z
correspondientes a diversos microorganismos presentes en
alimentos poco ácidos y ácidos, respectivamente (Silva y Evelyn,
2020; Kotzekidou, 2014; Nevas et al., 2006; Herson y Hulland,
1980; Townsend et al., 1954).
Cuadro 2.2. Parámetros de termorresistencia microbiana en
alimentos envasados de baja acidez
Microorganismo
Producto
D
(min)
z
(ºC)
Clostridium botulinum 213–B
Buffer fosfato
0,16
10
Judías verdes
0,22
12
Arvejas
0,22
8
Clostridium botulinum 62–A
Buffer fosfato
0,31
12
Judías verdes
0,22
11
Maíz
0,30
10
Espinaca
0,25
11
Clostridium spp. PA 3679
Buffer fosfato
1,45
12
Espárragos
1,83
13
Judías verdes
0,70
9
Maíz
1,20
10
Arvejas
2,55
10
Camarones
1,68
12
Espinaca
2,33
13
Fuente: Adaptado de Toledo (2007).
41
Cuadro 2.3. Parámetros de termorresistencia microbiana en
alimentos ácidos
Microorganismo
Temperatura de
referencia (°C)
z
(ºC)
Bacillus coagulans
121,1
10
Bacillus polymyza
100
9
Clostridium
pasterianum
100
9
Mycobacterium
tuberculosis
82,2
6
Salmonella spp.
82,2
7
Staphylococcus spp.
82,2
7
Lactobacillus spp.
82,2
7
Hongos y levaduras
82,2
7
Clostridium botulinium
tipo E
82,2
9
Fuente: Adaptado de Toledo (2007).
2.3. Cinética
La cinética de destrucción térmica es importante para
caracterizar el proceso térmico de un producto específico
(Skoglund, 2022). La cinética puede ser definida como el estudio
de la velocidad de reacción la cual varía con muchos factores
tales como la humedad, pH, temperatura, concentración y otros
factores de procesamiento. La ecuación de la velocidad de
reacción (Rao y Lund, 1986) es dada como:
[2.4]
donde C es la concentración del componente, n es el orden de
reacción y k es la constante de velocidad (min
–1
).
Si el orden de reacción fuera uno y se usara para describir la
inactivación térmica de esporas bacterianas cuando C representa
n
kC
dt
dC
=-
42
la concentración de esporas viables y t es el tiempo. Después de
reacomodar e integrar sobre el tiempo, la solución de la
ecuación diferencial [2.4] es (Moretti de Almeida et al., 2020;
Kong et al., 2007):
[2.5]
la cual puede ser expresada en términos de logaritmos naturales
como:
[2.6]
Así, si una gráfica semilogarítmica se construye con el logaritmo
natural de la concentración de esporas viables en función del
tiempo de exposición a una temperatura letal, una línea recta se
produce (Ziabakhsh Deylami et al., 2016), como se muestra en la
Figura 2.3, que intercepta el eje de ordenadas en el logaritmo
natural de la concentración inicial con una pendiente –k (la
constante de velocidad).
Ya que la pendiente de una recta siempre se da como el
aumento en la tendencia, las unidades de la constante de
velocidad son los ciclos por unidad de tiempo o el recíproco del
tiempo (t
–1
). A diferentes temperaturas letales, líneas rectas
similares se producirían, pero con diferentes pendientes, como
se muestra en la familia de curvas en la Figura 2.4, en la que T
1
,
T
2
y T
3
representan las temperaturas letales cada vez mayores
con las constantes de velocidad correspondientes, –k
1
, –k
2
, y –
k
3
.
La relación entre k y la temperatura es generalmente modelada
por la ecuación de Arrhenius (Badin et al., 2020):
[2.7]
( )
k texpCC
0
-=
k t
C
C
ln
0
-=
÷
÷
ø
ö
ç
ç
è
æ
÷
÷
ø
ö
ç
ç
è
æ
-
-
´=
ref
a
T
1
T
1
R
E
ref
ekk
43
Figura 2.3. Gráfica semilogarítmica del número de esporas
sobrevivientes por unidad de volumen (concentración) versus
tiempo para esporas bacterianas viables sujetas a temperatura
letal.
donde E
a
es la energía de activación (J/mol), k
ref
es la constante
de velocidad a la temperatura de referencia T
ref
y R es la
constante de los gases (J/mol K). El uso de una temperatura de
referencia asegura que la correlación entre k
ref
y E
a
no sea
infinita. La T
ref
puede ser el valor promedio del rango de
temperatura utilizado en el experimento (Van Boekel, 1996).
Concentración de esporas viables (C)
(ciclos de logaritmo natural)
e
5
Concentración inicial (C
0
)
e
4
e
3
e
2
Pendiente = – k
e
1
e
–1
e
–2
Tiempo (t)
Concentración de esporas viables (C)
(ciclos de logaritmo natural)
e
5
Concentración inicial (C
0
)
e
4
e
3
e
2
Pendiente = – k
e
1
e
–1
e
–2
Tiempo (t)
44
Figura 2.4. Familia de curvas de esporas sobrevivientes
graficadas en papel semilogarítmico mostrando la
concentración de esporas viables versus tiempo a diferentes
temperaturas letales.
Por otra parte, el valor de la T
ref
puede ser optimizado usando el
problema inverso para alcanzar un mejor estimado de la T
ref
(Schwaab et al., 2008; Schwaab y Pinto 2007). Como es una
función exponencial, esta puede ser descrita por una línea recta
trazada en papel semilogarítmico cuando el logaritmo natural de
la constante de velocidad es trazada contra el recíproco de la
temperatura absoluta se muestra en la Figura 2.5.
e
5
e
4
e
3
–k
1
e
2
e
–k
3
–k
2
T
1
e
–1
T
3
T
2
Tiempo (t)
Concentración de esporas viables (C)
(ciclos de logaritmo natural)
1
e
–2
e
5
e
4
e
3
–k
1
e
2
e
–k
3
–k
2
T
1
e
–1
T
3
T
2
Tiempo (t)
Concentración de esporas viables (C)
(ciclos de logaritmo natural)
e
5
e
4
e
3
–k
1
e
2
e
–k
3
–k
2
T
1
e
–1
T
3
T
2
Tiempo (t)
Concentración de esporas viables (C)
(ciclos de logaritmo natural)
1
e
–2
45
Figura 2.5. Trazado de Arrhenius mostrando la dependencia de
la temperatura del logaritmo de la constante de velocidad (k)
para la inactivación térmica de esporas bacterianas.
La mayoría de reacciones en alimentos, tales como la retención
de nutrientes, factores de calidad y destrucción microbiana
siguen una cinética de reacción de primer orden. Por lo tanto,
para una reacción de primer orden (n = 1), la ecuación [2.4]
también puede ser descrita como:
[2.8]
donde β es el historial tiempo temperatura y es el valor integral
de la temperatura T(t) sobre el dominio completo de tiempo.
e
1
e
–1
e
–2
e
–3
e
–4
e
–5
Pendiente= –(E
a
/R )
Recíproco de la temperatura absoluta (1/T)
Constante de velocidad de reacción (k)
(ciclos de logaritmo natural)
e
–6
e
1
e
–1
e
–2
e
–3
e
–4
e
–5
Pendiente= –(E
a
/R )
Recíproco de la temperatura absoluta (1/T)
Constante de velocidad de reacción (k)
(ciclos de logaritmo natural)
e
–6
βk
0
T
e
C
C
-
=
46
[2.9]
La retención puede ser calculada para cualquier producto
utilizando la ecuación [2.8] que proporciona los parámetros
cinéticos conocidos para un componente en particular (k
T
y E
a
).
Para la inactivación microbiana, expresiones similares pueden
ser utilizadas con los parámetros D y z, donde D puede ser
representado por la siguiente ecuación:
[2.10]
Varias técnicas están disponibles para evaluar la cinética de
destrucción térmica de microorganismos. Tradicionalmente el
uso del método isotérmico para la evaluación de los parámetros
cinéticos es una práctica regular en la industria alimentaria. El ln
C es trazado versus el tiempo a diferentes temperaturas
isotérmicas. La velocidad constante k puede ser obtenida de este
trazado de la pendiente de las líneas. El ln k puede ser graficado
versus 1/T para obtener la energía de activación (pendiente de la
línea), E
a
. Sin embrago, si la gráfica de ln C versus el tiempo no es
una línea recta, entonces esta puede ser considerada cinética de
reacción de orden n–símo. En el caso de la reacción de orden n–
símo [C
1–n
/(1–n)] puede ser considerada con el tiempo y
minimizar la suma de cuadrados la cual dará el orden de reacción
n. Algunos investigadores muestran que el uso del método no
isotérmico en vez del método tradicional (isotérmico o dos pasos
de regresión) para evaluar los parámetros cinéticos de
degradación resultados más confiables que el método no
isotérmico este se aproxima al tiempo real de procesamiento del
producto (Valdramidis et al., 2008; Peleg y Normand, 2004 y
Dolan, 2003). El método no isotérmico o regresión no lineal en
un paso puede ser realizada con la ecuación [2.8] para estimar
los parámetros k
ref
y E
a
utilizando el historial tiempo–
( )
dteβ
t
0
T
1
tT
1
R
E
ref
a
ò
=
÷
÷
ø
ö
ç
ç
è
æ
-
-
z
TT
0
0
10DD
-
´=
47
temperatura del producto. El método no isotérmico es
generalmente adecuado para productos de baja humedad donde
la temperatura uniforme no se puede conseguir al instante.
La Figura 2.6 ilustra conceptualmente la interdependencia entre
la cinética de inactivación térmica de las esporas bacterianas y
las consideraciones de transferencia de calor en el producto
alimenticio. La inactivación térmica de las bacterias por lo
general sigue cinética de primer orden y puede ser descrito por
la reducción logarítmica de la concentración de esporas
bacterianas con el tiempo para cualquier temperatura letal,
como se muestra en la familia de curvas de la parte superior en
la Figura 2.6. Estas son conocidas como las curvas de
supervivencia. El tiempo de reducción decimal, D, se expresa
como el tiempo en minutos para lograr un ciclo logarítmico de la
reducción de la concentración, C, como se vio anteriormente.
Según lo sugerido por la familia de curvas que se muestran, D
depende de la temperatura y varía logarítmicamente con la
temperatura, como se muestra en el segundo gráfico. Esto se
conoce como una curva de la muerte térmica de tiempo y es
esencialmente una línea recta en el rango de temperaturas
empleada en la esterilización de alimentos (Awuah et al., 2007).
La pendiente de la curva que describe esta relación se expresa
como la diferencia de temperatura, z, para la curva que atraviesa
un ciclo logarítmico. La temperatura en el producto alimenticio, a
su vez, es una función de la temperatura del autoclave (T
R
), la
temperatura inicial del producto (T
I
), la ubicación dentro del
envase (X), la difusividad térmica del producto (α), y el tiempo (t)
en el caso de un alimento calentado por conducción.
La mayoría de estudios cinéticos para la destrucción de
microorganismos emplean el modelo de primer orden, a pesar
que las esporas pueden presentar diferentes formas en las
curvas de destrucción.
48
Figura 2.6. Dependencia tiempo–temperatura de la cinética de
inactivación térmica de esporas bacterianas en el
procesamiento térmico.
En la Figura 2.7A se muestra una subida inicial en el número de
microorganismos seguido por una inactivación de primer orden,
esto ha sido observado en esporas muy termorresistentes. La
Figura 2.7B muestra una curva de inactivación con fase “lag”. La
Figura 2.7C representa la curva de inactivación para un cultivo
C
0
log C
1
D
T
1
T
2
C=C
0
exp
T
ref
(
1
)
D/ln10
Tiempo
(t)
1
log D
z
D=D
ref
exp
(
T
ref
– T
)
z/ln10
T
R
X
1
T
X
2
X
3
T
I
Temperatura
(T)
f(
α
)
T = f (T
R
,T
l
,x,
α
,t)
Tiempo (t)
C
0
log C
1
D
T
1
T
2
C=C
0
exp
T
ref
(
1
)
D/ln10
Tiempo
(t)
1
log D
z
D=D
ref
exp
(
T
ref
– T
)
z/ln10
T
R
X
1
T
X
2
X
3
T
I
Temperatura
(T)
f(
α
)
T = f (T
R
,T
l
,x,
α
,t)
Tiempo (t)
49
mixto. La Figura 2.7D muestra cola la curva de inactivación, cola
que se asocia a menudo con valores N
0
muy grandes y con los
microorganismos que tienen una tendencia a agruparse.
Figura 2.7. Curvas de inactivación microbiana: (A) con subida
inicial en el número de microorganismos seguido por una
inactivación de primer orden, (B) con fase “lag”, (C) para un
cultivo mixto y (D) con cola.
10 000 10 000
1 000 1 000
100
100
A
B
N N
D
2,8
min
D
2,5
min
t
L
4,5
min
1 Ciclo
Log
Tiempo (min)
Tiempo (min)
0 2 4 6
0 2 4 6
10 000 10 000
1 000 1 000
100
100
A
B
N N
D
2,8
min
D
2,5
min
t
L
4,5
min
1 Ciclo
Log
Tiempo (min)
Tiempo (min)
0 2 4 6
0 2 4 6
10 000
1 000
100
10
N
D
1
1,0
min
D
2
4,8 min
D
1,8
min
Tiempo (min)
0 2 4 6
Tiempo (min)
0 2 4 6
C D
N
10 000
1 000
100
10
10 000
1 000
100
10
N
D
1
1,0
min
D
2
4,8 min
D
1,8
min
Tiempo (min)
0 2 4 6
Tiempo (min)
0 2 4 6
C D
N
10 000
1 000
100
10
50
En el Cuadro 2.4 se muestran los valores z correspondientes a
componentes microbiológicos, nutricionales y organolépticos
determinados en alimentos, de donde se puede observar que los
valores D para los factores de calidad son mucho mayores que
para los microorganismos, así como los valores z.
Cuadro 2.4. Constantes cinéticas de degradación de
componentes microbiológicos, nutricionales y organolépticos
Componentes
z (ºC)
Esporas de microorganismos
7–12
Células microbianas
4–8
Vitaminas
25–30
Proteínas
15–37
Enzimas
10–50
Calidad sensorial
25–45
Textura
17–47
Color
17–57
Fuente: Adaptado de Holdsworth (1997).
En el Cuadro 2.5 se observan valores específicos de valores D y
valores z para algunos factores de calidad.
Cuadro 2.5. Constantes cinéticas de degradación de factores de
calidad
Reacción
Sustrato
D (min)
z (ºC)
Degradación de ácido
ascórbico
Arvejas
246
50,5
Oscurecimiento no enzimático
Leche
12,5
26
Degradación de caroteno
Paté de Hígado
43,6
25,5
Degradación de Tiamina
Carnes
158
21
Degradación de clorofila
Arvejas
13,2
38,8
51
Degradación de pectin metil
esterasa
Cítricos
0,053
14
Pérdida de calidad sensorial
Varios
12,5
26
Fuente: Adaptado de Toledo (2007).
2.4. Determinación de la medida de la resistencia de los
microorganismos
Para realizar una buena determinación de los parámetros
cinéticos (la medida de la resistencia de los microorganismos) al
tratamiento térmico, se deben tener en cuenta tres
consideraciones:
§ La planificación apropiada de las pruebas experimentales y
de los análisis microbiológicos
§ La propia ejecución de los ensayos en el laboratorio
§ El análisis de los datos
Para obtener datos adecuados de los parámetros D y z, será
necesario trabajar con una suspensión homogénea que contenga
un cultivo puro del microorganismo que se desea estudiar. El
efecto letal del tiempo de calentamiento debe ser uniforme para
todas las muestras y el medio de cultivo que se empleará para
evaluar los microorganismos sobrevivientes debe ser aquel que
brinde las condiciones óptimas de desarrollo.
Algunos recipientes adecuados y sencillos de implementar en el
laboratorio para los ensayos experimentales, son los que se
detallan a continuación:
§ Tubo de vidrio sellado al calor, conteniendo 2 ml de
inóculo. Calentado en baño de agua a hasta 90ºC o en baño
52
de aceite para mayores temperaturas. Con cultivo posterior
para la detección de los sobrevivientes (Stumbo, 1973).
§ Tubo de vidrio con tapón de algodón o tapa rosca,
conteniendo 2 a 5 ml de inóculo. Calentado en baño de
agua a hasta 90ºC o en baño de aceite para mayores
temperaturas. Con cultivo posterior para la detección de
los sobrevivientes.
§ Tubo capilar de vidrio, conteniendo 0,01 ml. especial para
calentamiento en baño de aceite. Con cultivo posterior
para la detección de los sobrevivientes.
§ Latas TDT (63,5mm de diámetro x 9,5mm de alto), con
capacidad de 13 a 16 ml. Calentadas en baño de agua hasta
90ºC, o baño de aceite para temperaturas mayores (Berry
et al., 1989). Se puede incubar el sustrato para la detección
de sobrevivientes (Bhamidipati y Singh, 1996).
Para temperaturas mayores de 90ºC se pueden emplear también
autoclaves o retortas miniatura, donde se colocarán los tubos de
vidrio o las latas TDT (Guan et al., 2003).
Como no es posible calentar o enfriar instantáneamente una
muestra, siempre existirá un tiempo de demora (lag) en el
calentamiento o enfriamiento, el cual debe ser minimizado. Por
lo que será necesario determinar este tiempo con el fin de
realizar correcciones posteriores en los cálculos. Estos tiempos o
“lag” pueden variar desde 0,9 a 2 minutos dependiendo del
tamaño de la muestra y del medio de calentamiento
Se consideran que deben tomarse por lo menos entre 5 a 7
tiempos de calentamiento, además del control inicial. Para
facilitar el recuento de las colonias será necesario realizar
53
diluciones con la finalidad de considerar el conteo en aquellas
que presenten lecturas entre 30 y 300 colonias por placa.
El personal del laboratorio es el elemento más importante en el
mantenimiento de un laboratorio de pruebas microbiológicas
para esterilización. Además de la limpieza y el mantenimiento de
las condiciones adecuadas durante los ensayos, el personal debe
estar debidamente entrenado en la elaboración de diluciones y
conteo de placas. Además, se deben elaborar curvas de
sobrevivencia de microorganismos conocidos, en forma
periódica para evaluar el margen de error experimental del
laboratorio.
Existen diferentes metodologías para medir la termorresistencia
de los microorganismos que se dividir en dos grupos en función
al sistema de calentamiento: indirecto y directo (Brown et al,
1988). Los primeros métodos (indirectos), se caracterizan por
colocar microorganismos en puré del alimento o en solución de
buffer de fosfato, en tubos capilares de vidrio de tamaño
pequeño de 0,7 mm de diámetro interior y se calienta la
suspensión de microorganismos en puré o buffer de fosfato en
un baño termostatizado de agua (o aceite) (Mallidis y Scholefield,
1985, Stern y Proctor, 1954). También este método de
calentamiento puede ser continuo (Shin et al., 1982; Franklin et
al., 1958). Tiene algunas desventajas como la demora en lograr la
temperatura de prueba (fase lag), lo que dificulta tratamientos
por encima de los 130°C por tiempos cortos (UHT). Los segundos
métodos (directos) se basan en la mezcla de pequeñas
cantidades de microorganismos volúmenes grandes de sustrato
caliente con agitación dentro de un tubo o depósito hermético.
Aquí se tienen el método del matraz (Sallami et al., 2006; Palop
et al., 2003; Stumbo, 1973) y el de los termorresistómetros.
Algunos termorresistómetros son el diseñado por Charles
Raymond Stumbo en 1948 para estudiar la resistencia de las
esporas de Clostridium sporogenes y Clostridium botulinum
54
(Esteve et al., 1999; Kooiman y Geers, 1975; Stumbo, 1949) a las
temperaturas por encima de los 100°C (Mallidis y Scholefield,
1985; Stumbo, 1953; Frank, 1955). En la Figura 2.8 se aprecia la
cámara de carga (1), lacámara de tratamiento (2), la cámara de
descarga (3), la placa de transporte (4), los tubos de recogida de
muestras (5) y los tubos para recepcionar las muestras (6).
Figura 2.8. Termorresistómetro de Stumbo.
Fuente: Adaptado de Stumbo (1973) y Rodrigo et al. (1991).
Otro termorresistómetro es el diseñado por Pflug y Esselen en
1953 que es una modificación del termorresistómetro diseñado
por Stumbo (Silla Santos et al., 1992). Un tercer
termorresistómetro es el diseñado por David y Merson en 1990
diseñado para el estudio de parámetros cinéticos a temperaturas
altas y tiempos muy cortos (Van Zuijlen et al., 2010; Rodrigo et
al., 1997). El termorresistómetro de la Figura 2.9 consta de una
cámara de tratamiento (1), un pistón (2), un tubo para
recepcionar la muestra (3), un orificio de salida de la termocupla
o sensor (4), una zona de carga de la muestra (5), tubo de
5
4
3
2
1
5
4
3
2
1
55
recogida de la muestra (6), una antecámara (7), un manómetro
(8), un termómetro digital (9) y, de termocuplas o sensores (10,
11).
Figura 2.9. Termorresistómetro de David y Merson.
Fuente: Adaptado de Rodrigo et al. (1991).
Un cuarto termorresistómetro es el de la Campdem que se basa
en los termorresistómetros antes mencionados (Blasco et al.,
2004; Santos, 1997; Sánchez et al., 1995; Rodrigo et al., 1993;
Brown, 1988). El termorresistómetro de la Figura 2.10 consta de
una entrada de vapor (1), un manómetro (2), un sistema de
arranque (3), una cámara de tratamiento (4), un termómetro de
resistencia de platino (5) y un punto de carga y descarga de
muestras (6).
Un quinto termorresistómetro es el TR-SC diseñado en 1989 y
puesto en manejo por los Dres. Condón, López, Oria y Sala en la
Universidad de Zaragoza (André et al., 2019; Condón et al., 1993;
Condón et al., 1992; Condón et al., 1989). Trabaja a
temperaturas de pasteurización, así como de esterilización
comercial (Raso et al., 1998).
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
Computadora
1
2
3
4
5
7
8
10
11
Computadora
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
Computadora
1
2
3
4
5
7
8
10
11
Computadora
56
Figura 2.10. Termorresistómetro de Campdem (Brown et al.,
1988).
Fuente: Adaptado de Rodrigo et al. (1991).
El sexto termorresistómetro es el “Mastia” diseñado en el año
2003 y puesto en manejo por los Dres. Palop, Moreno,
Fernández y Esnoz en la Universidad de Cartagena para simular
tratamientos térmicos que se aplican comúnmente o con
frecuencia en la industria alimentaria (Garre et al., 2020; Al Fata
et al., 2017).
1
2
3
4
5
6
1
2
3
4
5
6
57
El termorresistómetro de la Figura 2.11 consta de un vaso
principal (1), un eje de agitación (2), una hélice (3), un motor (4),
una resistencia eléctrica (5), un sistema de refrigeración (6), una
sonda (7), una jeringa de inyección de microorganismos (8), un
tubo de muestreo (9), un sistema de nitrógeno seco (10), una
unidad de control (11), una válvula (12), una computadora (13),
un puerto de inyección (14), un manoreductor (15), una válvula
de enfriamiento (16), un sistema de agua de enfriamiento (17).
(Clemente-Carazo et al., 2020; André et al., 2019; Huertas et al.,
2015; Conesa et al., 2009; Conesa et al., 2003).
Figura 2.11. Termorresistómetro “Mastia”.
Fuente: Adaptado de Palop et al. (2003) y Al Fata et al. (2017).
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1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
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70
71
Envases para el
procesamiento térmico
3.1. Introducción
Las funciones de los envases es la de contener, proteger (Lee,
2010), informar y atraer al mínimo costo (Coles y Kirwan, 2011).
La selección de los envases es determinada por: facilidad de
manipulación, rapidez de llenado, facilidad de cierre, facilidad de
procesado, forma/diseño, impresión/etiquetado (Barthel, 2009),
caducidad requerida para el producto (determinada por la
composición del envase, compatibilidad del producto/recipiente
y temperatura de almacenaje), utilidad, necesidades del
consumidor, requisitos legales/ambientales, deterioro por
agentes mecánicos, características de permeabilidad, cambios de
temperatura, transmisión de luz, consideraciones químicas y
bioquímicas y consideraciones microbiológicas y biológicas
(Krochta, 2019).
3.2. Envases de hojalata
Entre los envases principales tenemos a las latas cuya fabricación
es de hojalata que es una lámina delgada a base de acero (99%
de acero y 1% de estaño). Al principio el estaño de los envases de
hojalata estaba destinado a facilitar la construcción de los
mismos por soldadura y a reducir la interacción química entre loa
alimentos y el acero (hierro) base de la lámina metálica (Berk,
2018). El estaño en la hojalata se presenta en forma de liga
Fe/Sn
2
y sobre esta capa, en la forma más libre, o sea, poco
adherida sobre la liga. La cuantificación del estaño existente en la
hojalata puede ser determinada por métodos físicos o químicos,
3
Capítulo
3
Capítulo
72
también clasificados como no destructivos y destructivos,
respectivamente. El método gravimétrico es el más simple de
todos, pues consiste en desestañar químicamente la muestra y
determinar el estaño por diferencia de peso. En la Figura 3.1 se
encuentra la convención para identificar hojas con estañado
diferenciado (Featherstone, 2015).
Figura 3.1. Convención para identificación de hojalatas con
revestimiento diferencial para el lado de mayor revestimiento.
Fuente: Adaptado de Miranda-Zamora y Teixeira (2012).
A medida que el depósito de estaño ha ido progresivamente
reduciéndose y al fin de minimizar la disolución del hierro y el
acero en el alimento enlatado, se han ido desarrollando una
serie de esmaltes y lacas para el recubrimiento interno de los
envases de metal. Debiendo cumplir las siguientes exigencias: no
ser tóxicos, minimizar los cambios de color y no impartir sabor ni
olor a los alimentos (Hayes, 1987). Algunos envases de hojalata
se usan, de forma intencional, sin recubrir internamente los
cuerpos, para permitir que se disuelva parte del estaño, con lo
Revestimiento
igual
Revestimiento diferencial
(identificación para el lado de mayor revestimiento)
12,7
25,4
E 2,8/2,8
E 5,6/5,6
E 8,4/8,4
E 11,2/11,2
D 5,6/2,8
D 8,4/2,8
25,4
D 8,4/5,6
D 11,2/5,6
38,0
38,0 12,7
38,0
50,8
D 11,2/2,8
D 2,8/1,1
[mm]
Revestimiento
igual
Revestimiento diferencial
(identificación para el lado de mayor revestimiento)
12,7
25,4
E 2,8/2,8
E 5,6/5,6
E 8,4/8,4
E 11,2/11,2
D 5,6/2,8
D 8,4/2,8
25,4
D 8,4/5,6
D 11,2/5,6
38,0
38,0 12,7
38,0
50,8
D 11,2/2,8
D 2,8/1,1
[mm]
73
que se decolora y abrillanta el alimento, pero la tapa y el fondo
protegidos por lacas. Algunos ejemplos de alimentos con latas
sin cuerpo recubierto y tapa y fondo recubiertas son los
productos lácteos y derivados de tomate (Berk, 2018a), en la
Figura 3.2 se observa una lata (envase de metal) sanitaria o de
tapa abierta para el enlatado de alimentos.
Figura 3.2. Lata sanitaria para el enlatado de alimentos.
Fuente: Adaptado de Miranda-Zamora y Teixeira (2012).
Los revestimientos fenólicos se utilizan en productos pesqueros y
cárnicos ofrecen más permeabilidad que los oleorresinosos, pero
son inadecuados y poco flexibles para latas con cuerpos con
cordones, al igual para fondos y tapas. Los epoxifenólicos son
empleados para productos curados. Los organosoles utilizados
en tapas y fondos por su flexibilidad. En el Cuadro 3.1 se
muestran las aplicaciones y características de revestimientos
(lacas) habituales.
Abre fácil
Doble cierre
Cuerpo de la lata
Cordones
Costura lateral
engatillado
Fondo colocado por
el fabricante del envase
Cierre del envasador
Tapa colocada
por el envasador
Abre fácil
Doble cierre
Cuerpo de la lata
Cordones
Costura lateral
engatillado
Fondo colocado por
el fabricante del envase
Cierre del envasador
Tapa colocada
por el envasador
74
Cuadro 3.1. Aplicaciones y características de los revestimientos
Revestimientos
Aplicación
Flexibilidad
Adhesión
Resistencia al
procesamiento
térmico
Fenólicos
Frutas, vegetales,
carne
Mala
Mala
Muy buena
Epoxi–Fenólicos
Amplio uso, pueden
ser pigmentados con
Al, ZnO;
características que
dependen de la
formulación
Buena
Buena
Buena
Vinílicos
Bebidas
Excelente
Buena
Mala
Organosoles
Largo uso en latas de
dos piezas
Muy buena
Muy buena
Buena
Acrílicos
Pigmentada con TiO2
Buena
Muy buena
Media
Epoxi–úreas
Bebidas
Buena
Buena
Media
Poliésteres
Pigmentada con TiO2
Buena
Buena
Buena
75
Los cordones en las latas fueron introducidos por primera vez en
1970 y fue comúnmente utilizado en 1975–80. Más
recientemente, un nuevo diseño de cordones fue desarrollado
por Hoogovens (Figura 3.3). Este diseño tiene una profundidad
constante de cordones de 0,4 mm y una inclinación de diferentes
cordones de 3,67mm en los extremos de los 20 cordones de
2,68mm en el medio. Los cordones de las tapas controlan el
modo de colapso axial, y los cordones del centro más pequeños
maximizan la resistencia de los paneles. Los cordones tienen el
efecto de reforzar la pared lateral, permitiendo así una reducción
en el espesor del metal, sin comprometer el rendimiento. En el
proceso de autoclavado o retortado de los alimentos procesados
con calor induce presiones positivas y negativas dentro de la lata
en las diferentes etapas (Campden BRI, 1980). La lata debe
soportar una gran presión interna que se produce cuando el
producto se calienta, esta resistencia es en su mayoría otorgados
por los anillos de expansión de las tapas de las latas (Hanlon et
al., 1998).
Figura 3.3. Nuevo diseño de cordones.
También debe resistir la presión externa a causa de los paneles a
la diferencia de presión en las primeras etapas del tratamiento
76
en autoclave, mientras que todavía hay un pequeño vacío dentro
de la lata, y la presión de vapor de agua actúa fuera de la lata.
Los cordones circunferenciales en las paredes pueden aumentar
en gran medida la resistencia a la implosión. Sin embargo, los
cordones también reducen la resistencia a la carga vertical, lo
cual es importante durante el llenado, almacenamiento y
manipulación, y por lo tanto un compromiso entre el perfil de de
los cordones, la inclinación y la profundidad debe ser logrado.
Los cordones, el espesor y la dureza del metal son tres variables
que el diseñador puede usar para optimizar el rendimiento
posible. La Figura 3.4 muestra cómo estos tres factores se
pueden combinar en el diseño de una determinada lata.
Figura 3.4. Relación entre los cordones, el espesor del metal y la
dureza en el diseño de la lata.
Generalmente, las dimensiones de una lata son expresadas con
dos números con tres dígitos cada uno. El primer dígito
representa las pulgadas completas mientras que los otros dos
dígitos representan unidades fraccionales en un dieciseisavo de
una pulgada. El primer número de los tres dígitos es el diámetro
de la lata mientras que el segundo número de tres dígitos es la
altura de la lata. Por ejemplo, uno lata diseñada como 307 x 403,
es 3–7/16 pulgadas de diámetro y 4–3/16 pulgadas de altura. En
el sistema métrico decimal, los tamaños se dan en mm. En el
Espesor – 0,21 mm
Dureza – Estándar
Cordones
Espesor – 0,21 mm
Dureza – Alta
Cordones
Espesor – 0,26 mm
Dureza – Estándar
Sin cordones
Espesor – 0,21 mm
Dureza – Estándar
Cordones
Espesor – 0,21 mm
Dureza – Alta
Cordones
Espesor – 0,26 mm
Dureza – Estándar
Sin cordones
77
Cuadro 3.2 se muestran los diámetros estándar de latas
cilíndricas en unidades imperiales y métricas.
Cuadro 3.2. Diámetros nominales de latas cilíndricas
Unidades imperiales
Unidades métricas
202
52
211
65
300
73
307
83
401
99
404
105
502
127
603
153
610
168
700
176
Fuente: Adaptado de Downing (1996).
Las dimensiones de las latas rectangulares están dadas por tres
grupos de números: los dos primeros grupos son dimensiones de
la base y la tercera es la dimensión de la altura. En el Cuadro 3.3
se muestran algunas de las latas más usadas para alimentos.
Cuadro 3.3. Ejemplos de tamaños comunes de latas para
alimentos
Tipo
Capacidad (cm
3
)
Dimensiones (mm)
Latas cilíndricas
142
55 x 67
212
65 x 71
212
73 x 58
236
65 x 78
335
73 x 88
340
99 x 52
350
83,7 x 69
425
73 x 109
Fuente: Adaptado de López (1981).
78
Cuadro 3.3. Ejemplos de tamaños comunes de latas para
alimentos [continuación]
Tipo
Capacidad (cm
3
)
Dimensiones (mm)
Latas cilíndricas
850
99 x 118
945
99 x 123
Latas rectangulares
75
104 x 59 x 19
125
104 x 59 x 28
150
154 x 55 x 23
250
105 x 76 x 38
Fuente: Adaptado de López (1981).
La capacidad se expresa redondeando el número de cm
3
de
manera que la última cifra sea cero o cinco.
El envase metálico cilíndrico de doble cierre es uno de los más
utilizados en la industria de alimentos (Etayo et al., 2003), el cual
puede ser de acero o aluminio, que cumple con el requisito de
poder ser sellado herméticamente y así garantizar la
conservación de los productos alimenticios durante su
procesamiento y posterior almacenamiento. El cierre hermético
o engargolado se compone de cinco dobleces de hojalata (siete
dobleces en el cruce del cierre lateral) entrelazados o doblados y
apretados firmemente. El engargolado se realiza en dos
operaciones denominadas como primera y segunda operación
(Moran, 1995). La función de la primera operación es la
formación de los ganchos de cuerpo y tapa (Berk, 2018b); la
segunda prensa firmemente los ganchos formados dando con
esto la hermeticidad del cierre (Dantas y Dantas, 2016). Las
partes que forman un engargolado son: Lgc = longitud del
gancho del cuerpo, Lgt = longitud del gancho de la tapa, L
dc
=
longitud del engargolado, E
t
= espesor de la lámina de la tapa y E
c
= espesor de la lámina del cuerpo. Con estos valores se puede
determinar la hermeticidad del cierre mediante el cálculo del
porcentaje de traslape o solapado indica el grado de
sobreposición que existe entre los ganchos de la tapa y del
79
cuerpo. Para que un cierre sea seguro, debe tener un valor
porcentual de solapado lo más alto posible:
[3.1]
La Metal Box (1973) considera que un engargolado es adecuado
cuando su porcentaje de traslape es superior al 45%. Para fines
del análisis del doble cierre (engargolado) se deben efectuar
mediciones en cuatro puntos del cierre:
§ A 0,5” a la derecha e izquierda del cierre lateral.
§ En el lado opuesto al cierre lateral.
§ En el cruce del cierre lateral.
La inspección del cierre se puede dividir en:
Externa que incluye medición de:
§ Longitud del engargolado
§ Espesor del engargolado
§ Profundidad del engargolado
§ Alargamiento (aumento de longitud en el cierre
lateral)
Interna que incluye medición de:
§ Longitud del gancho de la tapa
§ Longitud del gancho del cuerpo
§ Espesor de la lámina de la tapa
§ Espesor de la lámina del cuerpo
Otra forma de calificar el cierre es mediante la evaluación de la
compacidad o índice de compactación o ajuste del doble cierre
(C), la cual nos indica el grado de contacto de las distintas capas
que conforman el cierre, esta medición se expresa en porcentaje.
Se define como la relación entre la suma de los espesores de las
distintas capas de hojalata y el espesor del cierre. Como en el
( )
( )
100
E1,1E2,2L
L E1,1L L
%Traslape
ctdc
dct gtgc
´
´+´-
-´++
=
80
cierre intervienen tres capas de hojalata de la tapa y dos del
cuerpo, la fórmula se puede expresar:
[3.2]
Siendo:
E = Espesor del doble cierre
E
t
= Espesor de la lámina de la tapa
E
c
= Espesor de la lámina del cuerpo
Un compactado elevado indica un cierre apretado y con menos
posibilidades de poros o fugas. En la práctica se establece la
siguiente escala:
C > 85% = doble cierre muy buena
75% < C < 85% = doble cierre buena
C < 75% = doble cierre sujeta a problemas de recontaminación
(cierre peligroso)
La sección transversal de un doble cierre final se muestra en la
Figura 3.5. Se verá que algunas de estas dimensiones se pueden
tomar desde el exterior del cierre final, mientras que otros sólo
se pueden medir a partir de una vista en sección transversal.
La primera operación del doble cierre forma los cinco espesores
de láminas de hojalata dobladas, en cuanto la segunda operación
los aplana y aprieta firmemente para producir el cerrado
hermético. Estructuralmente, el doble cierre es formado por tres
espesores del material de la tapa y de dos espesores del material
del cuerpo, conjuntamente con el compuesto sellante que llena
los espacios vacíos.
100
E
E2E3
%C
ct
´
´+´
=
81
Figura 3.5. Componentes principales de un doble cierre.
Fuente: Adaptado de Dantas y Dantas (2016).
La Figura 3.6 presenta las dos etapas de la operación del doble
cierre.
Altura de cierre
Gancho de la tapa
Traslape
o
solapado
Gancho del cuerpo
Profundidad
Anchura de cierre
Espesor del cuerpo de la lata
Espesor de la tapa
Altura de cierre
Gancho de la tapa
Traslape
o
solapado
Gancho del cuerpo
Profundidad
Anchura de cierre
Espesor del cuerpo de la lata
Espesor de la tapa
Panel de cierre de la tapa
Avellanado de
la tapa
Pared del cuerpo
de la lata
Parte de la tapa colocada
sobre la brida del cuerpo
Después de la
primera operación
Después de la
segunda operación
Panel de cierre de la tapa
Avellanado de
la tapa
Pared del cuerpo
de la lata
Parte de la tapa colocada
sobre la brida del cuerpo
Después de la
primera operación
Después de la
segunda operación
82
Figura 3.6. Etapas en la formación de un doble cierre.
Es importante esclarecer que, hasta el año de 1989, existía
solamente el tipo de doble cierre presentado anteriormente o el
“clásico”. Entre tanto, fue desarrollado y patentado en el Brasil
un nuevo proceso mecánico para el cerrado de latas, llamado
comercialmente “econoseam” (Figura 3.7), el cual presenta
ventajas en relación al doble cierre normal, tales como:
economía de material, diseño más apropiado para el
apilamiento, entre otros.
Figura 3.7. Nuevo diseño de cierre – “econoseam”.
En la práctica, este punto de vista se puede obtener ya sea
cortando a través del cierre o el uso de tecnología de rayos X
disponibles en la actualidad de los fabricantes de instrumentos
especializados (Figuras 3.8 y 3.9). La última tecnología elimina la
83
necesidad de ningún corte y permite ahorrar tiempo cuando se
requieren múltiples puntos de vista desde diferentes posiciones
alrededor del cierre. También permite al cierre ser visto en
condiciones normales de operación. Algunos parámetros no se
pueden medir directamente de la sección transversal del cierre,
sino que requieren simple cálculo matemático para deducir el
resultado (Krochta, 2019). Uno de estos fabricantes de
instrumentos para evaluar el doble cierre es la Quality By Vision,
empresa israelí, quien desde el año 1993 fabrica unidades
ópticas en alta definición para realizar medidas de los envases de
metal. Los parámetros del doble cierre de las latas se pueden
medir utilizando el sistema SEAMetal 9000 (Quality by Vision,
2011) (Figura 3.8). Se compone del equipo de cierre, una unidad
óptica y el software (Figura 3.9). Con el fin de medir con
precisión los parámetros de cierre, una sección limpia y precisa
del cierre con muy poca o ninguna deformación debe ser
realizada. Esto se hace con el equipo de cierre con discos de hoja
de sierra doble manteniendo 12,9 cm y girando a una velocidad
de 500 rpm. Se realizan dos cortes simultáneamente. Una vez
que se hace el corte, la parte interior es empujada dentro de un
conductor de cabezal sin tornillos, para que las secciones de
corte se puedan ver a través del analizador de cierre. En general
tres cortes se hacen en una lata, uno tras otro mediante la
rotación de 120º aproximadamente.
Los parámetros de doble cierre como longitud del gancho del
cuerpo (L
gc
), longitud del gancho de la tapa (L
gt
), longitud del
engargolado (L
dc
), espesor de la lámina de la tapa (E
t
), espesor de
la lámina del cuerpo (E
c
), etc. se pueden medir utilizando el
analizador de cierre SEAMetalHD (Figura 3.9).
84
Figura 3.8. Instrumentos especializados (a) Equipo de doble
cierre y (b) analizador de doble cierre (Quality By Vision, 2011).
(a)
(b)
(a)
(b)
85
Figura 3.9. Software para determinar los parámetros de doble
cierre de envases de metal (Quality By Vision, 2011).
En la preparación para la examinación externa de las latas hay
que examinar la lata de la oxidación y las fugas de la siguiente
manera. Examine la superficie exterior de la etiqueta para
detectar signos de óxido subyacente. Tenga en cuenta que los
bordes de la etiqueta del traslape y asegurar la posición de la
etiqueta en este punto con tiras cortas de cinta adhesiva sobre el
cierre. Con un cuchillo afilado cortar la etiqueta vertical, frente al
traslape, como se ilustra y parte con cuidado de la lata para
localizar cualquier mancha de óxido o mancha en la etiqueta
debido a filtraciones en el cuerpo o el cierre. Si algunas manchas
de óxido en la etiqueta son uniformes y de color claro, la fuga es
poco probable, pero si una mancha de óxido tiene un área más
oscura entonces el interior de la lata se puede perforar. Pruebe
la zona oscura con una aguja fina para comprobar si hay un
agujero pequeñísimo. Retire la etiqueta y examine visualmente
el cierre para detectar cualquier signo de pérdida de producto o
86
irregularidad. Cualquier defecto físico, por ejemplo, un
“agujero”, como se muestra en la ilustración, podría ser un punto
de fuga. Mire el cierre a lo largo de una línea casi paralela a la del
cuerpo de la lata, y examine la línea de contacto entre la junta y
el cuerpo de la lata por la falta de hermeticidad como se
muestra. Compruebe que las dos juntas se parecen y comience a
estrechar. En el caso de un cierre flojo, hay una diferencia más
obvia en el punto marcado “x”. Examine el metal de los extremos
de la fractura mediante la codificación de la impresión profunda
o daños al área de remache de cualquier característica de gancho
y de fractura de metal del cuerpo en las extremidades de
abolladuras profundas o en las líneas de cierre. Si el contenido es
sólido, examinar fractura de la tapa, que puede estar presente
sin fugas del producto. Coloque etiquetas a las latas para la hoja
de trabajo. Limpie la parte exterior de la lata con agua fría y
jabón para eliminar el polvo y la grasa. Registre las observaciones
de la apariencia externa de la lata.
3.3. Examen preliminar de las latas
3.3.1. Apertura
Procedimiento
(a) Sumerja el extremo no codificado de la lata en una solución
que contiene 100 a 300 ppm de cloro por lo menos durante 10
minutos Retirar el exceso de líquido de drenaje, luego limpie la
parte superior de la lata con un 70% de alcohol y dejar que se
evapore.
(b) Mantenga la parte superior desinfectada cubierta con una
placa estéril.
(c) Compruebe la presión / vacío dentro de la lata, si es posible.
(d) Abra el final no codificado de la lata o una pequeña área de la
que termina con un abrelatas estéril. Evite cortar el borde y
dañar cualquier marca del código. Remueva el contenido de la
lata. Para las latas grandes, es necesario que se abra alrededor
de las paredes laterales.
87
(e) Corte una sección del cierre y mida sus dimensiones anchura
de cierre y altura de cierre. Use un micrómetro o una pequeña
regla de que las ranuras de distintos anchos que sirven como
indicadores para hacer las mediciones. Examine el cierre de corte
bajo con una lupa de mano para los posibles defectos. Examine
el cierre lateral de hermeticidad, unión de soldada continua y
cualquier defecto en los dos extremos. La integridad del cierre es
muy dependiente de la forma en que los pliegues u hojas de
metal de la unión y la hermeticidad en la unión. La interpretación
de los resultados requiere experiencia, pero los principales
defectos por lo general pueden ser localizados (Campden BRI,
(1984).
3.3.2. Muestreo
3.3.2.1. Alimentos sólidos
Procedimiento
(a) Tome raspado con una espátula estéril de las superficies
expuestas de los alimentos. Tomar una muestra por separado del
núcleo central utilizando un instrumento adecuado estéril, como
un taladro central o una cuchara. Saque los alimentos de la lata,
tomar los raspados de la superficie restante y añadir a la muestra
de raspado en primer lugar.
(b) Limpie el cierre del borde superior de la lata con un hisopo de
algodón estéril. Limpie la unión del cuerpo y el cierre de borde
inferior con un segundo hisopo.
3.3.2.2. Alimentos semisólidos
Procedimiento
(a) Tome una muestra representativa de 100 g con un
instrumento estéril.
(b) Registre la condición interna de la lata, es decir,
presencia/ausencia de la laca, la oxidación, ennegrecimiento y la
corrosión (Mannheim et al., 1983).
88
Para las latas de metal, las medidas dimensionales deben ser
llevadas a cabo para comprobar la longitud y el grosor del cierre
en cuatro puntos de 90º alrededor de la lata y cierre (lejos del
cierre lateral del cuerpo). Estos se deben comparar con los datos
de la especificación del cierre del cliente. Cualquier discrepancia
puede sugerir irregularidades que pueden haber llevado a
deterioro por fugas después del procesamiento (Ababouch,
2014; Stersky et al. 1980).
Muchos tipos de extremos se producen las latas de metal con
una amplia variedad de dimensiones del cierre. Estos pueden
diferir significativamente del mismo diámetro de la lata. En
Europa, estos han sido clasificados por la Secretaría de la
Federación Europea de Fabricantes de Envases de Metal Ligero
(por sus siglas en inglés, SEFEL).
Las latas de tres piezas, también llamadas “open top cans”
poseen tres cierres, uno uniendo las extremidades del cuerpo en
forma de cilindro y uno para cada extremidad de la lata (tapa y
fondo). En la Figura 3.10 se muestran latas de tres piezas.
89
Figura 3.10. Latas de tres piezas.
Las latas pueden ser redondas, rectangulares o de formato
irregular (Figura 3.11) más la terminología y estructura del doble
cierre es común a cualquiera de ellas, en cuanto las dimensiones
pueden variar entre los diferentes formatos (Metal Packing
Manufacturers’ Association, 2001).
90
Figura 3.11. Latas de diferentes formatos.
Como se mencionó anteriormente, los cordones ofrecen mayor
resistencia a la pared de la lata. A pesar que los cordones
circunferenciales son comúnmente utilizados, los diseños de
otros cordones se han desarrollado. Los cordones nido de abeja
“honeycomb” (Figura 3.12) se afirma que ofrecen al menos el
15% de ahorro de material, ya que su soporte es más delgado de
acero de calibre en todos los niveles de rendimiento. Estas latas
se comercializan como Hexacan y están comercialmente
disponibles en diámetros de 73, 83, 99, 127 y 153 mm.
91
Figura 3.12. Latas Hexacan con cordones nido de abeja.
Existen muchos tipos de envases disponibles los cuales pueden
ser usados en lugar de las latas. Los “pouches” han ganado
importancia en este tipo de industria por su conveniencia, costo
y consideraciones medioambientales.
3.4. Envases inoculados
La validación del tratamiento térmico y parámetros derivados
matemáticamente se realiza a través de las pruebas de envases
inoculados. El producto bajo consideración es inoculado con un
cierto número de microorganismos resistentes al calor (tales
como el PA 3679). El producto es luego procesado bajo
92
condiciones normales de operación para varias combinaciones
de tiempo y temperatura que han sido formuladas usando los
diferentes métodos de cálculo que serán discutidos más adelante
(Pearson y Tauber, 1984). Después del procesamiento, los
envases inoculados son incubados a una cierta temperatura que
es favorable para el crecimiento de los microorganismos
inoculados. Los envases inoculados son revisados rutinariamente
observando signos de crecimiento microbiano. La combinación
tiempo–temperatura mínima para una dosis inoculada sin ningún
crecimiento positivo debe ser seleccionado para el proceso. Este
tiempo y temperatura de proceso corresponde
aproximadamente al proceso calculado.
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95
Determinación de
modelos matemáticos
4.1. Metodología
4.1.1. Materiales
Para la elaboración de los modelos matemáticos se necesitan los
siguientes materiales:
§ Nomograma para m + g = 130°F usando z = 16°F y z = 18°F.
§ El gráfico o carta de ρ para las curvas de calentamiento
quebradas usando z = 16°F y z = 18°F.
§ CurveExpert Professional (versión 2.6.5, Hyams
Development).
4.1.2. Métodos
§ Nomograma y carta o gráfica de valores “ρ”
En cuanto a la elaboración de los modelos matemáticos,
estos se hacen, a partir del nomograma m + g = 130°F quen
aparece publicado por la National Canners Association
Research Laboratorios (1968) y de la carta o gráfico de ρ
también publicado por la mismos Laboratorios de
Investigación de la Asociación Norteamericana.
§ Identificación de las variables dependientes e
independientes
Para el nomograma la variable dependiente se trata de
f
h
/U, las cuales se encuentran en el eje de las ordenadas y
para la variable independiente se trata del valor de log g en
el eje de las abscisas tal como aparece publicado en
National Canners Association Research Laboratorios (1968).
4
Capítulo
4
Capítulo
96
Se determinan los modelos matemáticos y se obtienen sus
coeficientes de determinación (R
2
).
Para los modelos matemáticos de la carta o gráfica de los
valores “ρ”se leen valores “ρ” respecto a ciertos valores de
log g en la carta o gráfica publicada en la literatura
mencionada arriba. Se determinan los modelos
matemáticos y se obtienen sus coeficientes de
determinación (R
2
).
§ Comparación de los valores leídos y los valores obtenidos
por modelos matemáticos
Por último, se hace una comparación entre los resultados
de los modelos matemáticos logrados y los valores leídos a
partir del nomograma y a partir de la carta o gráfica. En los
modelos matemáticos se reemplaza el valor de log g para
lograr los resultados respectivos. Conociendo los resultados
leídos a partir del nomograma para m + g = 130°F y de la
carta o gráfica de los valores “ρ” y lo Determinación de
modelos matemáticos para la determinación de
parámetros de penetración de calor para curva quebrada
fh/U y ρs de los modelos matemáticos se calcula el
porcentaje de error absoluto.
4.2. Resultados y discusión
Para poder calcular el tiempo de proceso adecuado para
garantizar la inocuidad del alimento envasado en envases de
vidrio es necesario el cálculo de los parámetros de penetración
de calor para curva quebrada (f
h
/U y ρ para m + g = 130°F). Lo
que se ha realizado es leer el nomograma para m + g = 130°F
(usado para vidrio) publicado por la National Canners Association
Research Laboratorios (1968). Los valores leídos a partir del
nomograma para m + g = 130°F no suelen ser precisos debido a
97
que dependen de la habilidad del lector o usuario del
nomograma. Para evitar posibles errores se elaboraron modelos
matemáticos a partir del nomograma para m + g = 130°F. Estos
modelos se realizaron para valores de z = 16°F para alimentos
ácidos cuyo microorganismo de referencia es el Paenibacillus
macerans (Lindsay et al., 2022; Sadiq et al., 2016; André et al.,
2013) y z = 18°F para alimentos de baja acidez cuyo
microorganismo de referencia es el Clostridium botulinum
(Brasca et al., 2022; Membré et al., 2015).
Los valores de las lecturas de f
h
/U a distintos valores de log g
fueron adquiridos a partir del nomograma para m + g = 130°F. Al
realizar pruebas de ajustes o pronósticos con f
h
/U versus log g,
no se logra un buen ajuste, así que se prueba los valores log f
h
/U
versus log g. Para realizar las pruebas de ajuste se usó el
software CurveExpert Professional (versión 2.6.5, Hyams
Development) (Toorani y Golmakani, 2022; Rojas-Ocampo et al.,
2021). Los mejores modelos logrados para alimentos envasados
en vidrio (m + g = 130°F) para z = 16°F y z =18°F son los modelos
racionales tal como se muestra en la ecuación siguiente:
[4.1]
En la Tabla 1.1 se aprecian los valores de las constantes y
variables correspondientes a la ecuación [4.1].
Tabla 1.1. Valores basados en la definición de las variables x e y
y de las constantes de la ecuación [4.1]
m + g = 130°F
z = 16°F
z = 18°F
y
log f
h
/U
log f
h
/U
x
log g
log g
a
1
0,143737738
0,10883808
a
2
0,466084797
0,442877231
2
43
21
1 xaxa
xaa
y
×+×+
×+
=
98
a
3
-0,433898837
-0,445060365
a
4
-0,031508647
-0,022525834
R
2
0,999988506
0,999964858
Rango de error absoluto (%)
0,0089-0,8023
0,0144-1,3069
Si en la ecuación [4.1] cambiáramos el valor “g” por el valor “g
bh
”
se usarían para las curvas de calentamiento quebradas. También
para el cálculo del tiempo de proceso térmico de una curva de
calentamiento quebrada se requiere el valor “ρ” (simbolizado
por la letra griega rho). Para realizar el ajuste de log g
bh
versus ρ
se recurre al software CurveExpert Professional tal como lo
recomienda algunos autores como Oliveira et al. (2021). A partir
de los valores calculados a partir de una media del nomograma
m + g = 130°F que se usa cuando se procesa en envases de vidrio
se obtienen expresiones matemáticas para el valor “ρ” a un valor
z = 16°F y a un valor z = 18°F que se usan para calcular o
determinar el tiempo de proceso. Estas expresiones matemáticas
se usan solamente cuando se tiene curva de calentamiento
quebrada. Los mejores modelos matemáticos obtenidos para
alimentos envasados en vidrio (m + g = 130°F) para z = 16°F y z
=18°F son los modelos DR-Multietapa-3 tal como se muestra en
la ecuación siguiente:
[4.2]
Tabla 1.2. Valores basados en la definición de las variables x e y
y de las constantes de la ecuación [4.2].
m + g = 130°F
z = 16°F
z = 18°F
y
ρ
ρ
x
log g
bh
log g
bh
b
0
0,890045798
0,885098898
b
1
-0,901154692
-0,891402146
b
2
-0,340082036
-0,372739336
b
3
0,127160162
0,171920072
( )
ú
û
ù
ê
ë
é
-
×-×-×-
-+=
3
3
2
21
1
00
1
xaxaxa
e
aay
99
R
2
0,99999914
0,999996059
Rango de error absoluto (%)
0,0005-0,0169
0,0011-0,0369
De la comparación entre las lecturas del nomograma m + g =
130°F y los valores obtenidos por los modelos matemáticos se
puede apreciar tanto en las Tablas 1.1 y 1.2 que el rango de error
absoluto es muy bajo menor al 1.31%. Por lo tanto, se puede
considerar que los modelos matemáticos logrados permiten
sustituir al uso del nomograma para m + g = 130°F que es el
nomograma que se usa cuando se procesan conservas en vidrio
(Stumbo, 1973).
4.3. Conclusiones
§ Los modelos matemáticos para la determinación de f
h
/U a
un valor z = 16°F y a un valor z = 18°F son modelos
racionales logrando coeficientes de determinación de
0,999988506 y 0,999964858 respectivamente.
§ Los modelos matemáticos para la determinación de los
valores ρ a un valor z = 16°F y a un valor z = 18°F son
modelos DR-Multietapa-3 obteniendo coeficientes de
determinación de 0,99999914 y 0,999996059
respectivamente.
§ El porcentaje de error absoluto medio entre los valores
leídos por el nomograma m + g = 130°F y lo obtenidos por
los modelos matemáticos para el caso de f
h
/U con valor z =
16°F están en el rango de 0,0089-0,8023%, para valor z =
18°F están en el rango de 0,0144-1,3069%; para el caso de
ρ para una z = 16°F están en el rango de 0,0005-0,0169%,
para z = 18°F en el rango de 0,0011-0,0369%.
100
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processing. Second edition. Academic Press.
i
William Rolando Miranda–Zamora
Universidad Nacional de Frontera
Diana Lastenia Espinoza Valdiviezo
Universidad Nacional de Frontera
Hans Himbler Minchán Velayarce
Universidad Nacional de Jaén
https://orcid.org/0000-0002-0829-2568
wmiranda@unf.edu.pe
Investigador CONCYTEC. Profesor Asociado de la
UNF, Sullana, Piura, Perú. Exprofesor de la
Universidad Nacional de Piura. Doctor en
Ingeniería Industrial (UNP), Maestro en
Agricultura Sostenible (UNP), Ingeniero
Agroindustrial e Industrias Alimentarias (UNP) y
Estudios de Maestría en Tecnología de Alimentos
(UNALM). Con gran trayectoria en investigación en
el área de la ingeniería de los alimentos con énfasis
en el tratamiento térmico.
https://orcid.org/0000-0003-4866-0035
dianaespinozaveld@gmail.com
Bachiller en Ingeniería de Industrias Alimentarias
de la Universidad Nacional de Frontera.
Preparada para enfrentar retos profesionales, con
sólidos y modernos conocimientos técnicos, gran
capacidad de creatividad, adaptación, iniciativa y
energía para proponer y establecer objetivos
innovadores que promuevan el cambio y el
crecimiento. Proactiva y con gran facilidad para
las relaciones interpersonales.
https://orcid.org/0000-0001-9033-9734
hans_minchan@unj.edu.pe
Ingeniero en Industrias Alimentarias (UNPRG),
Magister en Agronegocios (Universidad AUSTRAL),
Exprofesor de la Universidad Nacional de Frontera,
Sullana (UNF). Docente Auxiliar adscrito a la
Facultad de Ingeniería de Industrias Alimentarias
de la Universidad Nacional de Jaén (UNJ).
Investigador principal y coinvestigador en
proyectos del Programa Nacional de Innovación en
Pesca y Acuicultura. Con amplia experiencia en
investigación en el área de Ciencia y Tecnología de
los Alimentos.
Juan de Dios Mendoza Seclén
Universidad Nacional de Jaén
Jeimis Royler Yalta Meza
Universidad Nacional de Jaén
Leandro Alonso Vallejos More
Universidad Nacional de Frontera
David Roberto Ricse Reyes
Universidad Nacional de Frontera
https://orcid.org/0000-0002-5096-4604
juan.mendoza@unj.edu.pe
Ingeniero en Industrias Alimentarias
(UNAS), Magister en Proyectos de
Inversión (UNPRG), Ex docente de la
Universidad Nacional Pedro Ruiz Gallo,
Lambayeque. Docente Auxiliar adscrito a
la Facultad de Ingeniería de Industrias
Alimentarias de la Universidad Nacional
de Jaén (UNJ). Con amplia experiencia en
el área de Panificación Industrial, Ciencia
y Tecnología de los Alimentos.
https://orcid.org/0000-0003-2791-
4593
jryalta@gmail.com
Ingeniero Agroindustrial (UNTRM)
con estudios de posgrado en
Agronegocios (UBA), especialista en
gestión pública e inspección sanitaria
de alimentos. Docente extraordinario
de la Facultad de Ingeniería de
Industrias Alimentarias de la
Universidad Nacional de Jaén (UNJ).
Amplia experiencia en el diseño y
ejecución de trabajos de investigación
básica y aplicada, formulación de
proyectos inversión pública.
https://orcid.org/0000-0003-1871-
6456
lvallejosm@unf.edu.pe
Master en Dirección de Empresas en
la Escuela de Dirección de PAD
(UDEP) y certificado por IESE
Business School España. Ingeniero
Agroindustrial e Industrias
Alimentarias (UNP). Investigador
Concytec con publicaciones en
revisas indexadas Scopus. Con
capacitaciones internacionales por
el Tecnológico de Monterrey y el
PMESUT certificado por LAPSAU
afiliado con la Harvard University.
Experiencia en procesos
industriales, procesamiento e
interpretación de índices de gestión
de calidad.
https://orcid.org/
0000-0002-2172-0379
dricse@unf.edu.pe
Ingeniero Químico, egresado de la
Universidad Nacional de Piura,
Magister en Ingeniería Ambiental y
Seguridad Industrial, con experiencia
en el sector educación, Pesquero,
Agroindustrial y Minero, Realizando
Trabajos de Docencia, Lixiviación de
Oro, ensayos al Fuego de Plata y Oro,
Recuperación de Polimetales,
Fabricación de Sustancias Químicas,
Control de Calidad, Análisis Químico,
Operatividad de Equipos de Absorción
Atómica y Calibración de Equipos
Menores. Actualmente me desempeño
en la Universidad Nacional de
Frontera, como Director (e) del
Departamento de la Facultad de
Ingeniería de Industrias Alimentarias y
Director(e) del Centro Preuniversitario
de la Universidad Nacional de Frontera
de Sullana.
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